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Contaminantes emergentes, diclofenaco y carbamazepina en el río Machángara, Quito
DM, análisis de remoción mediante nano adsorción y diseño de la fase de retención
para adaptarse a una planta de tratamiento de aguas residuales
Ibarra Burgos, Raquel
Vicerrectorado de Investigación, Innovación y Transferencia de Tecnologías
Centro de Posgrados
Maestría en Sistemas de Gestión Ambiental
Trabajo de titulación, previo a la obtención del título de Magister en Sistemas de Gestión
Ambiental
Ing. Bolaños Guerrón, Darío Roberto, PhD.
20 de noviembre del 2021
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Copyleaks
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4
5
6
Dedicatoria
Este trabajo está dedicado a mis padres, que han dado todo para que yo pueda
alcanzar mis sueños y metas.
A mis hermanos por ser mis compañeros de vida.
7
Agradecimiento
Agradezco a mis padres por su amor, cariño, apoyo y ayuda, me han sabido guiar
por el camino de la vida.
A mis hermanos por compartir conmigo gratos momentos y brindarme su apoyo
incondicional.
A las personas que me prestaron su ayuda para culminar con este trabajo, sin
ustedes esto no hubiera sido posible.
A las personas con las que compartí el salón de clases. En especial a Karen y Mary
gracias por su amistad y por cada anécdota vivida.
Al Ing. Darío Bolaños, por darme la oportunidad de fortalecer mis conocimientos con
su guía y experiencia a lo largo del desarrollo de este proyecto.
A la Universidad de las Fuerzas Armadas ESPE, al CENCINAT por su total
colaboración y apertura con mi proyecto.
8
Índice de Contenidos
Página
Certificado Copyleaks ………………………………………………....………... 2
Certificado del Director ………………………………………………………….. 3
Responsabilidad de Autoría ………………………………………...………….. 4
Autorización de Publicación …………………………………………...………. 5
Dedicatoria ………………………………………………………………...………. 6
Agradecimiento …………………………………………………………..………. 7
Índice de Contenido ……………………………………………………..………. 8
Índice de Tablas …………………………………………………………...……… 12
Índice de Figuras ………………………………………………………...……….. 14
Resumen …………………………………………………………………..………. 17
Abstract …….……………………………………………………...………..…….. 18
Capítulo I: Introducción …………………………………………………..……... 19
Antecedentes …………………………………………….……………...…….. 19
Alcance …………………………………………………….…………..………. 20
Planteamiento del problema ……………………………...………..………... 21
Justificación e Importancia ……………………….…………………..………. 24
Objetivos ……………………………………………….………….…..……….. 26
Objetivo General ……………………………..……...…………..……….. 26
Objetivos Específicos ………………….……..…..……………..………. 26
Revisión bibliográfica …………………………………………..……….…….. 27
Aguas residuales vertidas en cuerpos de agua dulce…….…..……..… 28
Propiedades y características de las aguas residuales………….……. 29
Carbamazepina (CBZ)……………………………………………….…... 31
Diclofenaco (DCF)……………………………………………….……….. 32
Tratamiento de aguas con nanotecnología ………………..…………… 33
9
Capitulo II: Materiales y Métodos ……………………………..………………... 35
Área de estudio e influencia ………………………...……………………..… 35
Muestreo ……………………………………………………………..………... 36
Caracterización Fisicoquímica …………………………………...………….. 43
Parámetros in situ ……………………………………………..…………. 43
Temperatura, pH ……………………………………………………. 43
Conductividad eléctrica …………………………………….………. 44
Determinación de SST, SDT, ST y sólidos sedimentables ………..… 44
Sólidos suspendidos totales (SST) ……………………….……….. 45
Sólidos totales disueltos (SDT)………………………….…………. 46
Sólidos totales (ST) ……………………………………….………… 46
Sólidos sedimentables ……………………………………….……... 47
Determinación de turbidez (2130) ……………………………..……….. 48
Determinación de dureza (2340 C) ………………………….……….... 49
Determinación de aniones (4110) …………………………..………….. 49
Determinación de metales pesados (3111) ……………….………..… 51
Determinación de carbamazepina y diclofenaco ………………..….…...… 52
Curva de calibración ………………………………………….…………. 52
Lectura y reparación de las muestras en el HPLC-UV …….........…... 53
Evaluación de alternativas de remoción de carbamazepina y
diclofenaco en agua mediante el uso de nanotecnología ……………...… 54
Obtención de nanocompuestos ……………………………….……….. 55
Preparación de óxido de grafeno GO …………………….………. 55
Obtención de extracto de cochinilla ............................................ 55
Síntesis de nanocompósitos de plata …………………….………. 56
Síntesis de nanocompósitos de paladio …..……………….…….. 56
Síntesis de nano estructuras de MoS2 ……...…………………… 57
10
Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO ……….................… 58
Degradación de contaminantes emergentes ……………………..……….. 58
Ensayos de degradación de fármacos mediante el uso de luz
natural o un simulador artificial ………………………….………...……. 58
Análisis de la degradación de fármacos mediante el uso de
nanocompósitos ………………..…………………………………….….. 59
Diseño teórico de la fase de retención para adaptarse a una PTAR …… 60
Definición del diagrama de flujo ……………………………….……….. 60
Dimensionamiento de equipos ……………………………….……….... 60
Capítulo III: Resultados y Discusión ……………………………..…………… 61
Caracterización Fisicoquímica …………………………………..………..…. 61
Temperatura …………………………………………………….………... 61
Potencial hidrógeno ……………………………………………………… 62
Conductividad eléctrica ………………………………………………….. 64
Sólidos suspendidos totales (SST), sólidos totales disueltos (SDT) y
sólidos totales (ST) …………………………………………………………… 66
Sólidos sedimentables …………………………………………………... 68
Determinación de turbidez …………………………………………………… 69
Determinación de dureza total ………………………………………………. 71
Determinación de aniones ………………………...…………………………. 72
Determinación de DQO ………………………………………………………. 75
Determinación de metales …………………………………………………… 76
Determinación de carbamazepina y diclofenaco …………….…………….. 78
Curva de calibración-Carbamazepina ……………………………….… 78
Curva de calibración-Diclofenaco ………………………………………. 81
Evaluación de alternativas de remoción de carbamazepina y
diclofenaco en agua mediante el uso de nanotecnología ………………... 84
11
Obtención de nanocompuestos …………………………………….…… 84
Preparación del óxido de grafeno (GO) …………………...………. 84
Obtención del extracto de cochinilla ……………………………… 85
Síntesis de nanocompósitos de plata …………………………….. 85
Síntesis de nanocompósitos de paladio ………………………….. 86
Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO ……………………… 87
Degradación de contaminantes emergentes ………………………………. 88
Ensayos de degradación de fármacos mediante el uso de luz
natural o un simulador artificial …………………………………………. 88
Análisis de la degradación de fármacos mediante el uso de
nanocompósitos ………………………………………………………….. 91
Diseño teórico de la fase de retención para adaptarse a una PTAR …… 94
Definición del diagrama de flujo ………………………………………… 94
Dimensionamiento de equipos …………………………………………. 95
Características del tanque con agitación mecánica …………….. 95
Características de una fuente externa magnética ……………….. 97
Capítulo IV: Conclusiones ………………………………………………………. 98
Referencias Bibliográficas ……………………………………………………… 99
12
Índice de Tablas
Página
Tabla 1 Coordenadas UTM de los puntos de muestreo en el río Machángara 38
Tabla 2 Concentraciones de estándares correspondientes a la CBZ ........... 52
Tabla 3 Concentraciones de estándares correspondientes al DCF …….….. 53
Tabla 4 Parámetros considerados para la lectura de CBZ y DCF …..….….. 54
Tabla 5 Parámetros considerados para la síntesis de nanocompósitos …... 57
Tabla 6 Soluciones sintéticas madre de CBZ y DCF ……………………….... 59
Tabla 7 Concentración de fármacos en soluciones sintéticas …….………... 59
Tabla 8 Temperatura en los puntos de muestreo del río Machángara …...... 61
Tabla 9 Potencial hidrógeno en los puntos de muestreo del río
Machángara …………………………………………………….…........ 63
Tabla 10 Conductividad eléctrica en los puntos de muestreo del río
Machángara (µS/cm) ………………………………………….……….. 65
Tabla 11 Sólidos suspendidos totales (SST), sólidos totales disueltos (SDT)
y sólidos totales (ST) en los puntos de muestreo del río
Machángara ……………………………………………………….......... 66
Tabla 12 Sólidos sedimentables en los puntos de muestreo del río
Machángara (mL/L) ………………………………………………......... 68
Tabla 13 Turbidez en los puntos de muestreo del río Machángara (NTU) …. 70
Tabla 14 Dureza en los puntos de muestreo del río Machángara ….………... 71
Tabla 15 Aniones presentes en los puntos de muestreo del río Machángara
(mg/L) ……………………………………………….............................. 73
Tabla 16 Demanda química de oxígeno en los puntos de muestreo del río
Machángara …………………………………………………….…...….. 75
Tabla 17 Metales presentes en los puntos de muestreo del río Machángara 76
13
Tabla 18 Concentración de CBZ en los puntos de muestreo del río
Machángara ……………………………………………………..……… 79
Tabla 19 Concentración de DCF en los puntos de muestreo del río
Machángara ……………………………………………………..……… 82
Tabla 20 Resultados de las condiciones de preparación de nanocompósitos
de Ag a pH 5 y pH 12 …………………………………………….……. 86
Tabla 21 Resultados de las condiciones de preparación de Pd-NCs a pH 8 y
pH 12 …………………………………………………………………….. 86
Tabla 22 Resultados de degradación de DCF con luz artificial y natural
mediante el uso de nanocompósitos de Ag, Pd y Mo
respectivamente ………………………………………………….…….. 88
Tabla 23 Resultados de degradación de CBZ con luz artificial y natural
mediante el uso de nanocompósitos de Ag, Pd y Mo
respectivamente ……………………………………………….……..… 90
Tabla 24 Resultados del análisis de cinética de degradación de CBZ y DFC 91
Tabla 25 Parámetros considerados para el diseño teórico de la fase de
retención de fármacos …………………………………………………. 94
Tabla 26 Características del tanque con agitación para la retención de
fármacos con NCs ………………………………...……………………. 96
Tabla 27 Características del impulsor del tanque ……………………..………. 96
14
Índice de Figuras
Página
Figura 1 Estructura orgánica de la carbamazepina …………………...… 32
Figura 2 Estructura orgánica del diclofenaco ………...………………….. 33
Figura 3 Clasificación de las nanopartículas adsorbentes …...………… 34
Figura 4 Cuenca hidrográfica de análisis ………………...………………. 35
Figura 5 Puntos de muestreo en el río Machángara ……………………. 37
Figura 6 Punto de muestreo 1, Entrada de la PTAR Quitumbe ……..… 38
Figura 7 Punto de muestreo 2, Salida de la PTAR Quitumbe ….……… 39
Figura 8 Punto de muestreo 3, Hospital del IESS Sur ………………….. 39
Figura 9 Punto de muestreo 4, El Recreo (Rodrigo Torres) ……………. 40
Figura 10 Punto de muestreo 5, Villaflora (Av. Rodrigo Chávez) ……….. 40
Figura 11 Punto de muestreo 6, Puente Sena ……………………………. 41
Figura 12 Punto de muestreo 7, La Tolita …………………………………. 41
Figura 13 Punto de muestreo 8, Guápulo …………………………………. 42
Figura 14 Punto de muestreo 9, Av. Oswaldo Guayasamín …………… 42
Figura 15 Punto de muestreo 10, Cumbaya ………………………………. 43
Figura 16 Espectrofotómetro portátil HACH ………………………………. 45
Figura 17 Cápsulas de porcelana disponibles para la determinación de
ST ………………………………………………………………….. 47
Figura 18 Conos Imhoff para la determinación de sólidos sedimentables 48
Figura 19 Colores indicativos de la presencia de nitratos y nitritos con
los reactivos del espectrofotómetro HACH ……………………. 50
Figura 20 Muestras preparadas (concentradas y filtradas) en viales de
1,5 mL ……………………………………………………………… 53
Figura 21 Resultados obtenidos de temperatura en el muestreo del río
Machángara ………………………………………………………. 62
15
Figura 22 Resultados obtenidos del potencial hidrógeno en el muestreo
del río Machángara ………………………………………………. 63
Figura 23 Resultados obtenidos de la conductividad eléctrica en el
muestreo del río Machángara …………………………………… 65
Figura 24 Resultados obtenidos sólidos suspendidos totales (SST),
sólidos totales disueltos (SDT) y sólidos totales (ST) en el
muestreo de la cuenca del río Machángara …………………… 67
Figura 25 Resultados obtenidos sólidos sedimentables en el muestreo
de la cuenca del río Machángara ……………………………….. 69
Figura 26 Resultados obtenidos de turbidez en el muestreo de la
cuenca del río Machángara ……………………………………… 70
Figura 27 Resultados obtenidos de la dureza total en el muestreo del
río Machángara …………………………………………………… 72
Figura 28 Resultados obtenidos de los aniones presentes en el
muestreo de la cuenca del río Machángara …………………… 73
Figura 29 Resultados obtenidos de la demanda química de oxígeno en
el muestreo de la cuenca del río Machángara ………………… 75
Figura 30 Resultados obtenidos de los metales presentes en la cuenca
del río Machángara ………………………………………………. 77
Figura 31 Curva de calibración de la carbamazepina (HPLC) …...……… 78
Figura 32 Concentración de Carbamazepina a lo largo de la cuenca del
río Machángara …………………………………………………… 80
Figura 33 Curva de calibración del diclofenaco (HPLC) …………………. 81
Figura 34 Concentración de Diclofenaco a lo largo de la cuenca del río
Machángara ………………………………………………………. 83
16
Figura 35 Diagrama del Espectro UV-VIS de GO comercial y GO
sintetizado (izquierda). B. Solución de síntesis de rGO antes
y después de la filtración (derecha) ……………………………. 84
Figura 36 Diagrama del Espectro UV-VIS del extracto de cochinilla
utilizando como solvente agua a pH5 ………………………….. 85
Figura 37 Espectro UV-VIS de Ag-NCs (AgNO3 de 10 mM) (izquierda).
Espectro UV-VIS de Pd-NCs (K2 PdCl6 1 mM) (derecha) ……. 87
Figura 38 Espectro UV-VIS de MoS2/rGO sintetizado a: pH 5 (izquierda)
y pH 11 (derecha) ………………………………………………… 87
Figura 39 Cinética de degradación de la CBZ (superior) y DCF (inferior) 92
Figura 40 Linealización de la curva de la cinética de degradación de la
CBZ (superior) y DCF (inferior) …………………..……………... 93
Figura 41 Diagrama de bloques de la fase de retención para adaptarse
a una PTAR ……………………………………………………….. 95
17
Resumen
Los contaminantes emergentes son compuestos de naturaleza química, cuya
presencia y daños al medio ambiente han pasado inadvertidos. Son bioacumulables,
tóxicas que han logrado llegar a vertientes residuales y a aguas subterráneas. Este
trabajo diagnosticó la concentración de los contaminantes de la cuenca del Río
Machángara mediante la caracterización del agua; pH 7,06; temperatura 17 °C,
conductividad 760,96 µS/cm; metales, Cl- 56,98 mg/L; NO-3 156,73 mg/L; PO4-3
11,24 mg/L y SO4-2 57,03 mg/L. Se determinó las concentraciones de contaminantes
emergentes: 0,1046 mg/L CBZ y 15,5121 mg/L DCF mediante la técnica de
cromatografía de alta eficiencia, HPLC-UV. Se evaluó la remoción de CBZ y DCF
con el uso de nanopartículas ya sintetizadas a escala de laboratorio. Se evaluaron
nanopartículas de Ag, Pd y MoS2/rGO a pH 4 y pH 12, expuestos tanto a luz natural
como artificial. Obteniéndose como la mejor alternativa de degradación el uso de
MoS2/rGO con una remoción del 99,94 % para el DCF y del 84,14 % para la CBZ a
un pH de 4 con luz solar natural y una concentración de 3 mg/L. Finalmente se
evaluó la cinética de degradación de CBZ y DCF, donde los modelos se ajustaron a
velocidades de reacción de 1er orden de 0,0205 min-1 y 0,0925 min-1. Se diseñó una
fase de retención para implementarse en una PTAR. Cuenta con dos tanques con
agitación de acero AISI 304 con tiempo de retención de 45 min, y con un imán
eléctrico en el fondo para la separación de los nanocompósitos del agua tratada.
Palabras claves:
• CONTAMINANTES EMERGENTES
• CARBAMAZEPINA
• DICLOFENACO
• NANOCOMPÓSITOS
• DEGRADACIÓN
18
Abstract
Emerging pollutants are compounds of a chemical nature, whose presence and
damage to the environment have gone unnoticed. They are bioaccumulative, toxic
that have managed to reach wastewater and groundwater. This research project
diagnosed the concentration of pollutants in the Machángara River basin through the
characterization of the water; pH 7.06; temperature 17 °C, conductivity 760.96
µS/cm; Cl- 56.98 mg/L; NO-3 156.73 mg/L; PO4-3 11.24 mg/L and SO4-2 57.03 mg/L.
In addition, it determined the concentrations of emerging pollutants: 0.1046 mg/L
CBZ and 15.5121 mg/L DCF using the high-performance chromatography technique,
HPLC-UV. For the subsequent evaluation of the removal of CBZ and DCF with the
use of nanoparticles already synthesized on a laboratory scale. Ag, Pd and
MoS2/rGO nanoparticles were evaluated at pH 4 and pH 12, exposed to both natural
and artificial light. Obtaining as the best degradation alternative the use of MoS2/rGO
with a removal of 99.94 % for DCF and 84.14 % for CBZ at a pH of 4 with natural
sunlight and a concentration of 3 mg/L. Finally, the degradation kinetics of CBZ and
DCF were evaluated, where the models were adjusted to 1st order reaction rates of
0.0205 min-1 and 0.0925 min-1 respectively. A retention phase was designed to be
implemented at the end of the tertiary treatment line of a WWTP. It has two AISI 304
steel stirred tanks whose retention time is 45 min, with an electric magnet at the
bottom to separate the nanocomposites from the treated water.
Keywords:
• EMERGING POLLUTANTS
• CARBAMAZEPINE
• DICLOFENAC
• NANOCOMPOSITES
• DEGRADATION
19
Introducción
Antecedentes
Desde su fundación (1534) la ciudad de Quito ocupaba inicialmente el área
delimitada por el actual Centro Histórico, sin embargo, a mediados del siglo XIX la
ciudad creció de 27 900 a 2 239 191 de habitantes. El crecimiento poblacional es del
20,80 %. La urbanización acelerada no planificada da como resultado mayor
degradación ambiental y mayor generación de residuos (Plan Metropolitano de
Ordenamiento Territorial, 2012-2022).
Todas las fuentes y captaciones de agua para Quito están manejados por la
Empresa Pública Metropolitana de Agua Potable y Saneamiento “EPMAPS” la
misma que capta, transporta, potabiliza, almacena y distribuye el agua para ser
utilizada en todo el DMQ. El consumo diario de agua por persona es 170 L. El agua
utilizada en los hogares del DMQ es evacuado por tuberías internas de los domicilios
con conexión al sistema público de alcantarillado que se dirigen principalmente al río
Machángara sin tratamiento previo (EPMAPS, 2016).
El cauce de este río se encuentra contaminado a causa de las descargas
indiscriminadas de aguas residuales que genera la ciudad de Quito y que son
vertidas directamente en la cuenca del río (Ros, 2015). En la parte superior de la
cuenca del Machángara existe una PTAR con una capacidad instalada de 8,5 m3/s,
de los cuales en la actualidad se utilizan 7,3 m3/s. Sin embargo, aguas abajo el río
captura aguas negras de gran parte de la población de Quito y valles del nororiente,
lo que hace este tratamiento inicial muy poco efectivo. La cobertura del servicio de
agua potable y alcantarillado se estima en la actualidad de 98,50 % y 92,27 %
respectivamente (EPMAPS, 2016). El DMQ descarga 5,5 m³/s de aguas residuales
20
no tratadas, dice Luis Antonio Gómez, ingeniero de la EPMAPS. De este caudal
terminan en los ríos 3,48 m3/s en el Machángara; 0,64 m3/s en el Monjas y 0,69 m3/s
en los ríos San Pedro y Guayllabamba (EPMAPS, 2016).
Por su parte, Barreto señala que los contaminantes emergentes han recibido
mucha atención en los últimos años debido a que abundan en las aguas residuales y
superficiales al igual que en las aguas subterráneas (2017). Estos contaminantes
son tóxicos a concentraciones muy bajas para los seres humanos. Los
contaminantes emergentes son buenos indicadores para la alteración de los
procesos de tratamiento de agua (Tejada, Quiñones y Peña, 2015).
De estos fármacos una significativa fracción son consumidos en grandes
cantidades luego de ser ingeridos se vierten en el agua a través de excreción del
individuo. Muchos no se encuentran regularizados y debido a la falta de
saneamiento, se han hallado concentraciones de sulfametoxazol, venlafaxina,
carbamazepina y benzoilecgonina en los ríos San Pedro, Guayllabamba y
Esmeraldas. Siendo prevalecientes aún después del proceso de filtración en el
tratamiento de agua potable en algunas ciudades (Quilumbaqui, 2017).
Alcance
El alcance de esta investigación buscará analizar la remoción de contaminantes
emergentes, diclofenaco (DCF) y carbamazepina (CBZ) en el río Machángara,
mediante nano adsorción y plantear una fase de retención para adaptarse a una
planta de tratamiento de aguas residuales.
21
Planteamiento del problema
La presencia de productos químicos farmacéuticos en medios acuáticos causa
una gran preocupación (Richardson y Bowron, 2015). Un sin número de
contaminantes emergentes se han detectado en aguas superficiales y subterráneas
relacionadas con la eliminación de aguas residuales: por eliminación de productos
no utilizados, por uso agrícola y por la excreción humana (Barnes y Kimberlee,
2018). Estos compuestos no son retenidos en los procesos de las PTAR, y muchos
de los residuos son descargados directamente al ecosistema. Lo que causa
preocupación ha sido el hallazgo de: ibuprofeno, diclofenaco o la carbamazepina en
aguas potables (Correira y Marcano, 2015). Sus metabolitos al degradarse y por las
características de los suelos, puede llegar a alcanzar acuíferos o acumularse de tal
manera que afectan al ecosistema y a los seres humanos a través de la cadena
trófica (Reinoso, Serrano y Orellana, 2017).
La Agencia de Protección Ambiental de Estados Unidos (EPA) define los
contaminantes emergentes, como compuestos químicos o materiales que
representan un peligro real y potencial para el medio ambiente y la salud humana
(2017). Los contaminantes emergentes proceden de tres fuentes: de la síntesis y
elaboración de productos químicos, sustancias no producidas intencionadamente y
sustancias de origen biológico; productos tóxicos producidos por microorganismos
(Pinos, Esquivel, Cipriani, Mora, Cisneros, Alvarado y Abril; 2019).
Los fármacos más consumidos a nivel mundial son los analgésicos,
antihipertensivos y antimicrobianos que generalmente se administran sin
prescripción médica. Se ha reportado diclofenaco, ibuprofeno y acetaminofén en
aguas residuales de hospitales (Castro, Baños, López y Torres, 2015). En el Hospital
Universidad del Norte, Barranquilla-Colombia se encontraron sustancias tales como:
22
diclofenaco, ibuprofeno, aspirina, triclosán, estriol y morfina; en los efluentes que se
descargan al alcantarillado (Buenaño y Cevallos, 2018). En ciudades como Cataluña
y Murcia estudios han determinado el surgimiento de nuevos contaminantes:
fármacos antiinflamatorios y productos cosméticos que se presentan en
concentraciones en el rango de mg/L ó µg/L; sus efectos en su ingesta a través del
agua potable no han sido estudiados. Entre estos uno de los más difíciles de tratar
en plantas de depuración es la carbamazepina. Se estima que los ciudadanos
desechan 1 kg/año de medicamentos a través de los lavamanos (Durán, 2017).
En el Ecuador, los contaminantes emergentes son las sustancias químicas que
no cuentan con parámetros legales establecidos para su consumo ni para su
descarga. Además, existen pocos estudios de las afectaciones que generan al
medio ambiente y al ser humano. Menos del 25 % de las aguas residuales reciben
un tratamiento previo antes de ser desechadas en ríos y mares. Este bajo porcentaje
está directamente relacionado a la presencia de fármacos emergentes en las fuentes
de agua (Pinos et al., 2019).
Según la Dirección Nacional de medicamentos y dispositivos médicos, y el
Ministerio de Salud Pública constan en la lista del consumo de medicamentos
esenciales de la ciudad de Quito: paracetamol de 500 mg con un consumo de 4 991
974; ibuprofeno de 400 mg 2 517 436; omeprazol de 20 mg 1 881 174; diclofenaco
sólido de 50 mg 1 086 297; amoxicilina de 500 mg 898 493; carbamazepina de 200
mg 800 87; carbamazepina (liberación controlada) de 400 mg 482 952; diclofenaco
líquido de 25 mg/mL 201 048, entre otros (Anexo 1) (SGI, 2017).
En el año 2013 se hallaron carbamazepina, cafeína, sulfametoxazol, venlafaxin,
y esteroideos en las cuencas hidrográficas de los ríos San Pedro-Guayllabamba-
Esmeraldas (Voloshenko et al, 2015). Con estos antecedentes, se considera la
23
posibilidad de la existencia de carbamazepina y diclofenaco en la cuenca del río
Machángara, donde se tienen claros indicios de contaminación. Aguas arriba al sur
de la ciudad de Quito, si cumple con la norma ecuatoriana. Sin embargo, a lo largo
de su cauce las aguas se ven afectadas por las descargas de aguas residuales.
La norma INEN 1108, que establece los requisitos fisicoquímicos y
microbiológicos que debe cumplir el agua para que sea apta para el consumo
humano; en la cual no se consideran las concentraciones máximas permisibles de
fármacos. Por el consumo de medicinas y la carencia de saneamiento se han
detectado concentraciones de carbamazepina, venlafaxina, benzoilecgonina y
sulfametoxazol en algunos de los ríos del país tales como: Guayllabamba, San
Pedro y Esmeraldas. Inclusive aún después de la potabilización del agua en la
ciudad de Esmeraldas. En ciudades como Guayaquil, el río Daule es la fuente de
agua cruda sin evaluarse la presencia de contaminantes emergentes (Voloshenko et
al, 2015).
Debido al consumo importante de medicamentos en la ciudad de Quito, es
importante iniciar con un análisis en la cuenca principal de la ciudad. De tal forma
que se coordine la investigación científica y las zonas administraciones públicas.
Poner a prueba nuevas tecnologías y la implementación de sistemas de depuración
de aguas residuales con contaminantes emergentes. Por esta razón, el método de
eliminación de residuos de fármacos de carbamazepina y diclofenaco en el agua es
exigente en el escenario actual. Entre muchos métodos, la nano adsorción se
supone que es el mejor debido a sus varias características destacadas (Gupta et al,
2015). Hoy en día, los nano adsorbentes están ganando importancia en el
tratamiento del agua. Por sus notables capacidades para captar una amplia variedad
de contaminantes (Ali, Othman y Sanagi; 2015).
24
Los materiales nano particulados, se han desarrollado a un ritmo exponencial.
Muchos de los tratamientos convencionales: adsorción, oxidación y separación, han
mejorado por la incorporación del uso de nanomateriales. El tamaño de partícula
tiene como beneficio la alta densidad superficial de sitios activos disponibles para la
adsorción, alta relación área superficial/volumen (Gelover, 2015).
Se considera que la nanotecnología tiene el potencial de desempeñar un papel
importante en la configuración de nuestro entorno actual proporcionando nuevos
materiales, técnicas de remediación/tratamiento y sensores con fines de monitoreo
(Hille, Munassinghe, Hlope y Deraniyagala, 2016). Para la purificación del agua,
existe la necesidad de tecnologías que tengan la capacidad de eliminar los
contaminantes tóxicos de la a un nivel seguro y hacerlo de forma rápida, eficiente y
dentro de un marco de costos razonable. Así, el desarrollo de nuevos
nanomateriales con mayor afinidad, capacidad y selectividad para metales y otros
contaminantes es un área emergente activa de investigación en el campo de la
nanotecnología. Se pueden utilizar para mejorar la calidad del agua, la disponibilidad
y viabilidad de los recursos hídricos, a través de una filtración avanzada, que permite
la reutilización, el reciclaje o la desalinización sostenibles del agua (Singh, Barick y
Bahadur, 2017).
Justificación e Importancia
Existe una extensa incorporación de contaminantes emergentes al ambiente
como consecuencia de un sin número de productos de uso habitual en la sociedad.
Productos de cuidado personal, hidrocarburos aromáticos policíclicos, plaguicidas,
plásticos (ftalatos y bisfenoles), aditivos industriales, tensoactivos y compuestos
estrogénicos se han ido acumulando en el medio ambiente. Los contaminantes
25
emergentes en los medios acuáticos provocan efectos adversos dependiendo de la
frecuencia y la cantidad en la que se encuentren, su forma: nativa o metabolitos y de
la matriz ambiental (Ademoyegun, Okoh y Okoh, 2020).
En aguas superficiales existen restos de productos químicos que han sido
residuos de actividades humanas. Los fármacos que no son totalmente asimilados
por el organismo son sustancias que terminan siendo parte del ciclo del agua. Se ha
encontrado que en agua tratada para el consumo humano un sin número de
contaminantes emergentes que son poco o nada removidos por técnicas de
depuración generalmente establecidas. Estos contaminantes se integran de forma
continua y persistente a las aguas residuales cuya descarga termina en ríos y
fuentes naturales (Rojo, Alvarez, Dománico, Foti, Rodríguez, Barcelo y
Carriquiriborde, 2019).
En Ecuador, se han hallado contaminantes emergentes tales como: venlafaxina,
carbamazepina y sulfametoxazol después del proceso de potabilización de agua en
la provincia de Esmeraldas (Carrion, 2016). Estas descargas se deben a que existe
una baja cobertura en el saneamiento del agua. Para la reutilización del agua se
determina la presencia tanto de contaminantes orgánicos y su comportamiento. Al
no ser necesario este proceso, las PTAR convencionales en el país no se preocupan
de la eliminación de pesticidas, fármacos y tensoactivos (Boluda y Egea, 2017).
Existe un gran interés en los sistemas de remoción de contaminantes
emergentes eficientes y de bajo costo cuya finalidad es disminuir el impacto
ambiental. La nanotecnología es una nueva área de investigación para la eliminación
de fármacos. El uso de nanopartículas para la remoción de contaminantes es un
método económico, autosustentable y no es tóxico con el ambiente y al ser humano
(Alamillo y Morales, 2018). Los nanomateriales se pueden utilizar para mejorar la
26
afinidad, la capacidad y la selectividad por contaminantes emergentes (Lu y Zhao,
2016). La síntesis y optimización de sistemas de nanopartículas son sensibles a
estímulos externos, como el pH, la temperatura y a la luz. Presentan alta relación
superficie-volumen; lo cual permite el transporte efectivo de los compuestos en su
interior. Se pueden modificar las membranas celulósicas de alto grado de absorción
de agua, con el fin de mejorar el rendimiento, sus propiedades químicas y
mecánicas, así como su estabilidad si se las asocia en su estructura un sistema
metálico (Moscoso, 2019).
La contaminación del agua y su tratamiento por métodos convencionales es un
problema ambiental que genera un impacto directo en el ecosistema por la presencia
de contaminantes emergentes. Al identificar y proponer un sistema con otro tipo de
tecnología para el tratamiento de aguas, se podría minimizar la presencia de estas
sustancias químicas, a un bajo costo económico, ambiental y energético.
Objetivos
Objetivo General
Determinar si el uso de nano adsorbentes eliminan contaminantes emergentes
tales como: carbamazepina y diclofenaco en la cuenca del Río Machángara.
Objetivos Específicos
- Diagnosticar la concentración de los contaminantes de la cuenca del Río
Machángara; mediante la caracterización física y química del agua in situ;
pH, temperatura, conductividad eléctrica y OD y en el laboratorio; metales
(Cu, Fe, Zn, Ni, Cd, Ca), bromuros, fluoruros, cloruros, nitritos NO-2, nitratos
27
NO-3, fosfatos PO4-3, sulfatos SO4-2, dureza total, sólidos suspendidos,
disueltos, sedimentables y totales.
- Determinar las concentraciones de los contaminantes emergentes:
carbamazepina y diclofenaco en el río Machángara mediante la técnica de
cromatografía de alta eficiencia (HPLC-UV).
- Evaluar la remoción de carbamazepina y diclofenaco en agua mediante el
uso de nanopartículas ya sintetizadas a escala de laboratorio, tanto en aguas
sintéticas como en el efluente clarificado del río Machángara.
- Diseñar una fase de retención para adaptarse a una planta de tratamiento de
aguas residuales.
Revisión bibliográfica
Los contaminantes emergentes son compuestos de origen y naturaleza química,
cuya presencia y daños al medio ambiente han pasado inadvertidos (Baz, 2019).
Sus efectos son de reciente estudio, hace 10 años aproximadamente se encontraron
fármacos en los ríos de Alemania sin considerarlos como contaminantes. Sin
embargo, son altamente dañinas para el medio ambiente y al ser humano. Al ser
sustancias bioacumulables tóxicas han logrado llegar a vertientes residuales y a
aguas subterráneas.
Pueden llegar a provocar efectos negativos tales como: la feminización y
hermafroditismo en peces o su acción como disruptores endocrinos por lo que son
eliminados del ambiente. Últimos estudios han demostrado que también existen
contaminantes de este tipo en el aire; principalmente en ciudades industrializadas
(Rodríguez, 2016). El tratamiento de aguas residuales frente a los contaminantes
emergentes enfrenta dificultades asociadas con la contaminación difusa, dispersión
28
geográfica y la cantidad de contaminantes que son vertidos en las fuentes de agua.
Las tecnologías convencionales, aplicables en varias situaciones, no son útiles para
disminuir la concentración de contaminantes emergentes a pesar de hacer grandes
inversiones y contratar a personal técnico calificado (Cóndor, 2019). Las aguas
negras, grises tanto residenciales como industriales son vertidas en las fuentes de
agua naturales. Menos del 7 % de las aguas de alcantarillado del DMQ recibe un
tratamiento adecuado.
El uso de nanopartículas metálicas como adsorbentes han demostrado buenos
resultados en la remoción de fármacos en efluentes naturales (Rodríguez, 2016).
Presentan propiedades excepcionales, debido a su gran área de superficie y su
tamaño a nano escala. La nanotecnología es la solución potencial para el
tratamiento de agua más allá de técnicas como la filtración. Con el desarrollo de la
nanotecnología, se potencia técnicas convencionales como la adsorción, floculación
y coagulación (Lu y Astruc, 2018). Es eficiente para remediación de aguas
subterráneas, biorremediación, remoción de colorantes y en procesos de filtración
(Tyagi, Rawatani, Kathri y Tharmavaram, 2018).
Aguas residuales vertidas en cuerpos de agua dulce
El tratamiento de aguas es un proceso esencial para el consumo humano. Toda
la disponibilidad de los recursos hídricos se acoge a la calidad del agua. Un efluente
es un subproducto líquido de desecho que entra en contacto con el ambiente
partiendo de algún punto de origen; sea este industria, empresa o actividad
económica (Tulsma, 2015).
29
En el mundo, el 80 % de las aguas residuales se liberan en el ambiente sin
tratamiento. Según datos de la Secretaría del Agua (Senagua), del 100 % del líquido
vital distribuido para consumo humano en el Ecuador, el 70 % se canaliza hacia los
sistemas de alcantarillado. De los cuales, el 55,8 % de las descargas son tratadas, lo
que significa que el otro 44,2 % de aguas residuales se descargan en forma directa
hacia cuerpos de agua dulce, pozos sépticos, etc (Alarcón, 2019).
Toda el agua del DMQ llega hasta Esmeraldas, la cuenca del Guayllabamba, a
la que pertenece el río Machángara, drena hacia el océano. En el año 2017, se
realizaron estudios en donde se encontró el pésimo estado del río Machángara en
las zonas urbanas. Blanca Ríos explica que otra de las preocupaciones relacionadas
a la presencia de aguas residuales en los ríos es que los peces acumulen algunos
componentes en sus tejidos. Seguido, estos pasarían al organismo de los humanos
a través del consumo de estos animales (2019).
Para mejorar el estado del río Machángara, en el año 2017 se inauguró la PTAR
de Quitumbe la cual cubre el 7 % del agua residual correspondiente a los habitantes
del sur de la capital. Según SENAGUA, actualmente se está llevando a cabo la
Estrategia Nacional del Agua para proteger la calidad de los recursos hídricos.
Propiedades y características de las aguas residuales
Las aguas residuales están compuestas de un 99,9 % de agua potable y un 0,1
% de sólidos disueltos o suspendidos. Este porcentaje de sólidos es el que se
requiere ser removido para que el agua pueda ser reutilizada. Con el crecimiento
poblacional, la urbanización y la diversificación de los procesos industriales, una
gran cantidad de elementos químicos elaborados junto a una mayor cantidad de
30
materias orgánicas son dispuestos en los cursos normales de agua. La DBO
aumenta y el limitado OD no es suficiente para posibilitar la recuperación de dichos
elementos. La naturaleza no es capaz por sí sola de realizar el proceso de
autopurificación de los cursos de agua.
Los principales contaminantes que deben ser removidos de las aguas residuales
son: residuos Sólidos, DBO, DQO, acidez, alcalinidad, grasas, aceites, solventes,
metales pesados y compuestos orgánicos persistentes. Otro factor por considerarse
es la temperatura; es la agitación térmica resultante de la colisión entre las
moléculas que forman el agua. Los seres vivos y plantas son sensibles a los
cambios de temperatura del agua y requieren que esta se mantenga dentro de un
intervalo determinado para poder sobrevivir y reproducirse. La temperatura afecta
directamente a la cantidad de oxígeno que puede transportar el agua, a menor
temperatura transporta más oxígeno. El aumento de la temperatura en los ríos
puede deberse a vertidos de efluentes calientes de plantas industriales y a las aguas
de escorrentía urbanas (COBCM, 2015). El olor, es una característica física que se
da por la descomposición de la materia orgánica por acción anaerobia se puede
generar como producto: ácido sulfhídrico, compuestos orgánicos, mercaptanos y
sustancias volátiles (Pérez, 2018).
Los contaminantes presentes en las aguas residuales y de difícil depuración son
los contaminantes emergentes; los cuales son definidos como aquellos
“contaminantes no regulados, que pueden ser sujetos a futuras regulaciones
dependiendo de sus efectos potenciales a la salud humana y al medio ambiente”
(Baz, 2019). El avance de las técnicas analíticas de detección ha facilitado el
entendimiento de las implicaciones que involucran la presencia de estos compuestos
en el ambiente, la importancia y la necesidad de establecer límites en sus descargas
(Reinoso, Serrano, y Orellana, 2017).
31
A pesar de que los contaminantes emergentes se encuentran en bajas
concentraciones pueden provocar factores de magnificación trófica, afectando a los
organismos de diferentes maneras (Du, Haddad, Luek, Scott, Saari y Kristofco,
2014), tales como: bloqueo o perturbaciones de las funciones hormonales, puede
provocar el desarrollo de las gónadas de la intersexualidad y reduce la fertilidad. En
el ser humano afecta a las glándulas tiroides, próstata y testículos, provocando
resistencia en patógenos bacterianos (Niemuth y Klaper, 2015).
Como resultado de la industrialización en las zonas urbanas la presencia de
fármacos en las cuencas de los ríos es cada vez más grande. Constituyendo una
variedad de compuestos cuyas propiedades son diversas, ionizables e incorporados
en matrices complejas que garantizan su estabilidad y actividad biológica
(Cunningham, 2018). Son productos obtenidos por síntesis orgánica, el paso por
sistemas biológicos no garantiza su biotransformación y absorción en su totalidad.
Son formulaciones complejas que al fusionarse con la materia orgánica llegan a ser
potencialmente tóxicos, recalcitrantes y bioacumulables (Arbeláez, 2016). El amplio
uso hospitalario y doméstico aumenta sus descargas y la de los subproductos en el
ambiente, y su toxicidad se exterioriza en los seres vivos. Las descargas no son
cuantificables, pero el impacto sobre los ecosistemas es crónico y causa graves
repercusiones para la salud pública del mundo (Reinoso, Serrano y Orellana, 2017).
Entre los fármacos mayormente consumidos en el Ecuador, según el Ministerio de
Salud Pública se tiene:
Carbamazepina (CBZ)
La carbamazepina es un fármaco primario que se utiliza para el tratamiento de
las convulsiones (Hardman, Limbird, Goodman y Gilman 2019). También es un
32
compuesto de elección en el tratamiento de la neuralgia y de trastornos bipolares.
Causa efectos adversos tales como: somnolencia, pérdida de coordinación y vértigo.
Esta sustancia posee baja solubilidad en el organismo (baja relación dosis-efecto),
por lo cual, se aconseja el monitoreo de sus concentraciones en la sangre para
obtener fines terapéuticos seguros (Yang, Xu, Sun, Zhao, Wang, Fawcett, Yang, y
Gu, 2016). En la Figura 1 se muestra la estructura orgánica de la carbamazepina
cuya fórmula es tricíclica C15H12N2O. Debido a los enlaces cíclicos aromáticos que
presenta puede llegar a excretarse por la orina en un 2-3 % inalterada.
Figura 1
Estructura orgánica de la carbamazepina
Nota: Tomado de Development and validation of an enantioselective SFC-MS/MS
method for simultaneous separation and quantification of oxcarbazepine and its chiral
metabolites in beagle dog plasma (1020, pp. 36-42), por Yang, Xu, Sun, Zhao, Wang,
Fawcett, Yang, y Gu, 2016, Journal of chromatography. B, Analytical technologies in
the biomedical and life sciences.
Diclofenaco (DCF)
El DCF es una sustancia química cuya actividad es analgésica, antipirética y
antiinflamatoria. Presenta una absorción rápida en el metabolismo, se excreta por la
bilis en un 35 % y por la orina en un 65 %. Posee una solubilidad en agua de
33
0,00482 mg/mL (Drugbank, 2019). En la Figura 2 se indica la estructura orgánica
del diclofenaco cuya fórmula es C14H11Cl2NO2.
Figura 2
Estructura orgánica del diclofenaco
Nota: Tomado de Diclofenac Sodium, por Drugbank, 2019.
Tratamiento de aguas con nanotecnología
El desarrollo de nuevas tecnologías de tratamiento de agua capaces de
asegurar la eliminación o retención de contaminantes microbiológicos y químicos
han satisfecho los requerimientos de calidad de agua para reusarla. Es así como la
nanotecnología es un proceso innovativo de descontaminación de aguas residuales.
Es la solución para la previsión de agua con técnicas como la filtración, catálisis y la
desalinización. Esta técnica potencia a los procesos convencionales: adsorción,
floculación y coagulación (Lu y Astruc, 2018). La nanotecnología favorece al
desarrollo de tratamientos más eficientes y avanzados en agua (Mohammadzadeh,
Hedayat y Mohammadzadeh, 2019). A través de los años se han desarrollado
nanomateriales en como membranas para filtración y el uso de nanopartículas para
catálisis y fotocatálisis. La nanotecnología envuelve al material en una escala
cercana a lo atómico para producir nuevas estructuras, artefactos, y materiales. Es
por esta razón, que las nanopartículas pueden incorporarse al flujo de agua
34
(Chávez, 2018). Toda nanopartícula se forma como consecuencia de la
sobresaturación de fases solubles cuando ocurre un cambio de solubilidad
(Simeonidis et al, 2016). Las nanopartículas son materiales diminutos que presentan
diferentes propiedades, formas o tamaños. Entre ellas se tiene: fullerenos,
nanopartículas metálicas, nanopartículas cerámicas y nanopartículas poliméricas.
Presentan propiedades físicas y químicas únicas, debido a su gran área de
superficie y su tamaño a nano escala. Sus propiedades ópticas dependen del
tamaño, lo que imparte diferentes colores debidos a la absorción en la región visible
(Khan, Saeed, y Khan, 2017). Las nanopartículas adsorbentes son nanoesferas,
partículas de matriz cuya masa total es sólida y nanocápsulas, moléculas que se
adsorben en el límite exterior de la superficie esférica. En la Figura 3 se muestra la
estructura de una nanoesfera y una nanocápsula (Khan, Saeed, y Khan, 2017).
Figura 3
Clasificación de las nanopartículas adsorbentes
Nota: Tomado de Síntesis y caracterización de nanopartículas de zeína como
potencial encapsulante de colorantes en para la industria alimenticia, por: Brito y
Suárez, 2017, Universidad Central del Ecuador.
35
Materiales y Métodos
Área de estudio e influencia
El río Machángara cruza longitudinalmente el DMQ de sur a norte y está
altamente impactado por contaminación industrial y residencial de la urbe. Es
tributario del rio Guayllabamba que conforma una de las 5 subcuencas hidrográficas
del río Esmeraldas en el norte del país con un área de 21 553 km2, la cual
representa el 17,49 % del área de las cuencas que desembocan en el Océano
Pacífico (Quilumbaqui, 2017). La presente investigación tiene como área de
influencia directa todo el DMQ. En la Figura 4 se muestra el río Machángara desde
su formación (UTM X:774 939, Y: 9 970 201) hasta su desembocadura en el río (X:
792 555, Y: 9 992 864). Con una extensión aproximada de 36 km (ASTEC, 2020).
Figura 4
Cuenca hidrográfica de análisis
Nota: Tomado de Río Machángara: Historia, nacimiento y todo lo que desconoce,
ASTEC, 2020, Ríos del Planeta.
36
Muestreo
La toma de muestras es una categoría cuantitativa, se la realizó
experimentalmente. Para ello se identificaron puntos de fácil acceso y repetibilidad
mediante el uso de GPS Mobile Mapper SPECTRA y el Programa Informático
Google Earth. Posteriormente se constató cada punto de muestreo, su ubicación real
y accesibilidad con visitas de campo.
Se establecieron 10 puntos de muestreo a lo largo del río Machángara. Para ello
se consideró la distancia entre cada punto, la accesibilidad, y el caudal del río. Se
realizaron muestreos compuestos por periodos comprendidos de 1 h durante 4 h, los
sábados y domingos en el mes de noviembre del 2020. Al finalizar cada toma de
agua se obtuvo una muestra representativa de alrededor de 4 L.
En la Figura 5 y Tabla 1. se muestran las coordenadas de los puntos donde se
realizó el muestreo y el acondicionamiento de las muestras. La toma de muestra se
realizó aplicando la metodología descrita en la International Standarization
Organization de acuerdo con el tipo de matriz seleccionado (NTC-ISO 5667-1:2008).
37
Figura 5
Puntos de muestreo en el río Machángara
38
Tabla 1
Coordenadas UTM de los puntos de muestreo en el río Machángara
Punto
Código de
identificación
Coordenadas (UTM)
Sector de referencia
Norte (m) Este (m)
1 T1 9966694,740 772071,393 Entrada de la PTAR
2 T2 9966694,740 772071,393 Salida de la PTAR
3 T3 9971692,545 775429,148 Hospital del Sur
4 T4 9971613,600 775424,500 El Recreo (R. Torres)
5 T5 9973317,587 775757,796 Villaflora (Av. Chávez)
6 T6 9974181,580 776725,057 Puente Sena
7 T7 9976804,729 780897,876 La Tolita
8 T8 9978056,787 781834,774 Guápulo
9 T9 9978512,478 784240,642 Av. Guayasamín
10 T10 9979506,740 787747,701 Cumbaya
La toma de muestras en los puntos anteriormente detallados se observa en las
siguientes Figuras:
Figura 6
Punto de muestreo 1, Entrada de la PTAR Quitumbe
39
Figura 7
Punto de muestreo 2, Salida de la PTAR Quitumbe
Figura 8
Punto de muestreo 3, Hospital del IESS Sur
40
Figura 9
Punto de muestreo 4, El Recreo (Rodrigo Torres)
Figura 10
Punto de muestreo 5, Villaflora (Av. Rodrigo Chávez)
41
Figura 11
Punto de muestreo 6, Puente Sena
Figura 12
Punto de muestreo 7, La Tolita
42
Figura 13
Punto de muestreo 8, Guápulo
Figura 14
Punto de muestreo 9, Av. Oswaldo Guayasamín
43
Figura 15
Punto de muestreo 10, Cumbaya
Caracterización Fisicoquímica
Parámetros in situ
Se determinaron parámetros in situ tales como: temperatura (2550 B), potencial
hidrógeno (4500-H+ B) y la conductividad eléctrica (2510 B) según Standard
Methods 23rd Edition (2017).
Temperatura (2550 B), pH (4500-H+ B2. Método electrométrico).
- Utilizar un medidor de pH preciso y reproducible (pH con una variabilidad de
0,1, rango de 0 a 14).
- Calibrar el medidor de pH con soluciones tampón de pH=2, 7 y 10; lavar el
electrodo con agua Tipo I.
44
- Realizar las mediciones de pH, sumergiéndolo en la muestra de agua. Para
ello agitar la muestra esto asegura la homogeneidad; revolver suavemente
para minimizar el arrastre de dióxido de carbono. No permitir que el electrodo
toque el fondo ni las paredes del recipiente que contiene la muestra.
- Registrar el valor del pH junto con la temperatura.
- Retirar el electrodo de la muestra y lavar posteriormente con agua tipo I
hasta que se encuentre libre de cualquier residuo.
- Estandarizar el instrumento antes de cada medición. Cuando se realizan
mediciones frecuentes y si el instrumento es estable, se estandariza con
menos frecuencia. Si los valores de pH de la muestra varían ampliamente,
estandarizar para cada muestra.
Conductividad eléctrica (2510 B).
- Utilizar un instrumento capaz de medir la conductividad con un error que no
exceda 1 % o 1 µS/cm.
- Calibrar el conductímetro, Metrohm modelo CH-9100 con la solución
estándar de KCl (1413 µS/cm).
- Realizar las mediciones de conductividad eléctrica in situ, sumergiendo el
electrodo en cada muestra de agua. Para ello dejar alrededor de 3 min hasta
que la lectura se estabilice.
- Estandarizar el instrumento antes de cada medición y realizar un lavado con
agua desionizada para evitar una lectura errónea.
Determinación de SST, SDT, ST y Solidos sedimentables
45
La determinación de sólidos suspendidos totales (SST) se realizó siguiendo el
método 2540 D; para sólidos totales (ST) el método 2540 C; según Standard
Methods 23rd Edition (2017). En cuanto a la determinación de sólidos sedimentables
se aplicó el método 2540 F de la fuente antes mencionada.
Sólidos suspendidos totales (SST) (2540 D).
- Tomar 30 mL de muestra en un vaso de precipitación y trasladarlo a un baño
de ultrasonido marca: Branson 3800 modelo M3800H por 5 min.
- Colocar la muestra en una celda de vidrio perteneciente al espectrofotómetro
portátil HACH DR/850 hasta el menisco marcado (25 mL).
- Llenar otra celda de vidrio con 25 mL con agua Tipo I (blanco).
- En el equipo HACH, elegir el método SST (Program 94) y colocar el blanco
en el compartimiento de celdas y encerar, Figura 16.
- Finalmente, colocar la celda con la muestra, verificar que no existan burbujas
y tapar. El equipo presenta automáticamente la lectura de sólidos
suspendidos totales. Registrar la lectura.
Figura 16
Espectrofotómetro portátil HACH
46
Solidos totales disueltos (SDT).
- Preparación del medio filtrante: colocar el papel filtro (características) en el
embudo Buchner y hacer circular 3 alícuotas sucesivas de 20 mL de agua
Tipo I con el sistema de vacío encendido. Proceder con la succión durante 1
min para remover todas las trazas de agua.
- Someter a calentamiento el crisol de porcelana a 180 °C durante 1 h en la
estufa.
- Almacenar en el desecador hasta que se alcance la temperatura ambiente.
Proceder con su pesaje (peso del crisol vacío).
- Homogenizar la muestra de agua. Colocar 25 mL sobre el disco de papel
filtro en el equipo de filtración.
- Lavar 3 veces con 10 mL de agua destilada, permitiendo el drenado completo
entre cada alícuota.
- Una vez finalizada la filtración continuar con la succión por 3 min. Transferir
el sólido filtrado total al crisol tarado y evaporar a 90 °C durante 1 h
aproximadamente.
- Enfriar en un desecador y pesar (peso del crisol + residuo seco).
Sólidos totales (ST) (2540 C).
- Calentar la cápsula de porcelana a 105 °C por 1 h en la estufa (marca).
Almacenar en el desecador hasta que alcance la temperatura ambiente y
proceder a pesarla.
- Homogenizar la muestra a analizar y tomar 25 mL. Colocar la muestra en la
cápsula de porcelana previamente tarada.
- Calentar la cápsula de porcelana en una estufa a 75 °C durante 15 h.
- Una vez evaporada el agua en su totalidad, incrementar la temperatura de la
estufa a 105 °C. Al alcanzar dicha temperatura dejar 1 h.
47
- Pesar la cápsula que contiene los sólidos totales en una balanza analítica
Mettler AE160, un vez que alcance la temperatura ambiente.
Figura 17
Cápsulas de porcelana disponibles para la determinación de ST
𝑆ó𝑙𝑖𝑑𝑜𝑠 𝑑𝑖𝑠𝑢𝑒𝑙𝑡𝑜𝑠 (
𝑚𝑔
𝐿
) =
(𝐴 − 𝐵) 𝑥 1000
𝑉𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑚𝐿)
Ecuación 1
Donde:
A= peso del residuo seco + peso de la cápsula tarada (mg)
B= peso de la cápsula de porcelana tarada vacía (mg)
Sólidos sedimentables (2540 F).
- Llenar un cono Imhoff hasta el menisco de 1 L con una muestra totalmente
homogenizada.
- Dejar en reposo durante 45 min.
- Agitar suavemente la muestra cerca de las paredes del cono con una varilla
de vidrio.
48
- Dejar reposar nuevamente la muestra durante 15 min y registrar el volumen
de sólidos sedimentables en mL/L.
Figura 18
Conos Imhoff para la determinación de sólidos sedimentables
Determinación de turbidez (2130)
- Agitar suavemente todas las muestras antes de examinarlas para asegurar
una medida representativa.
- Colocar 50 mL de muestra en un vaso de precipitación de vidrio e introducir
en el equipo ultrasonido por 3 minutos.
- Encender el espectrofotómetro HACH de análisis, elegir el método turbidez
(Program 95) y encerar el equipo con agua grado reactivo calidad media.
- Colocar 10 mL de la muestra en una celda de vidrio del equipo HACH.
- Registrar la lectura que aparece en la pantalla.
49
Determinación de dureza (2340 C)
- Preparar una solución reguladora de pH: 1,179 g de sal disódica de ácido
etilendiaminotetraacético y 780 mg de sulfato de magnesio en 50 mL de agua
destilada. Añadir 16,9 g de cloruro de amonio y 143 mL de hidróxido de amonio
y aforar a 250 mL.
- Tomar 25 mL de muestra previamente homogenizada y adicionar 3 mL de la
solución reguladora y 0,1 g de indicador negro de eriocromo.
- Titular con una solución de EDTA disódico 0,01 M lentamente, hasta alcanzar
el punto de viraje a color azul sin ningún matiz rojo.
- Realizar el procedimiento antes mencionado con un blanco.
𝐷𝑇 (
𝑚𝑔
𝐿
) =
(𝑉𝐸𝐷𝑇𝐴 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 − 𝑉𝐸𝐷𝑇𝐴 𝑏𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜) [𝐸𝐷𝑇𝐴]𝑥 100 000
𝑉𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 (𝑚𝐿)
Ecuación 2
Donde:
𝑉𝐸𝐷𝑇𝐴 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 = volumen consumido de EDTA en la muestra
𝑉𝐸𝐷𝑇𝐴 𝑏𝑙𝑎𝑛𝑐𝑜 = volumen consumido de EDTA en el blanco
[𝐸𝐷𝑇𝐴] = molaridad de la solución de EDTA
1000 000 = peso molecular del 𝐶𝑎𝐶𝑂3 (mg/mol)
Determinación de aniones (4110)
Para la determinación de Nitratos (𝑁𝑂3
−), Nitritos (𝑁𝑂2
−), Sulfatos (𝑆𝑂4
2−), y
Fosfatos (𝑃𝑂4
3−), se realizó mediante el uso del espectrofotómetro HACH; aplicando
el método 4110C según Standard Methods 23rd Edition (2017).
50
- Homogenizar todas las muestras antes de examinarlas para asegurar una
medida representativa.
- Colocar 10 mL de muestra homogenizada y trasvasar a la celda de vidrio del
Espectrofotómetro HACH.
- Añadir un sobre de reactivo dependiendo del anión a determinar: Nitratos-
Nitra Ver 5; Nitritos-Nitri Ver 3; Sulfatos-Sulpha Ver y Fosfatos-Phospha Ver.
- Agitar las celdas durante 1 min vigorosamente.
- En el espectrofotómetro HACH de análisis, elegir el método Nitratos
(Program 51), Nitritos (Program 60), Sulfatos (Program 91) y Fosfatos
(Program 79).
- Encerar el equipo con agua grado reactivo calidad media.
- En el espectrofotómetro HACH según sea el anión para analizar indicará el
tiempo de reacción de cada reactivo con la muestra problema. Dejar
transcurrir el tiempo de reacción señalado.
- Colocar la celda con la muestra preparada en el equipo HACH.
- Registrar el resultado en mg/L del anión correspondiente.
Figura 19
Colores indicativos de la presencia de nitratos y nitritos con los reactivos del
espectrofotómetro HACH
51
Determinación de metales pesados (3111)
Para determinar metales pesados en las muestras de agua del río Machángara
se utilizó un espectofotómetro de Absorción atómica de llama Pelkin Elmer Analysit
800; mediante la aplicación del método 3111 según Standard Methods 23rd Edition
(2017). Se evaluaron los siguiente metales: Cobre (Cu), Níquel (Ni), Zinc (Zn), Hierro
(Fe).
- Tomar 50 mL de muestra de agua y homogenizarla.
- Agregar 1 mL de HNO3 1:1 y 10 mL de HCl 1:1.
- Calentar la solución hasta que el volumen se haya reducido a la mitad.
- Aforar a 25 mL la solución. Realizar el mismo procedimiento para el blanco
(agua grado reactivo calidad media).
- Encender el equipo y calibrarlo con la lámpara correspondiente según el
elemento a analizarse.
- Iniciar la lectura en el rango óptimo de concentración.
𝐶𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒𝑙 𝑚𝑒𝑡𝑎𝑙 (
𝑚𝑔
𝐿
) =
𝐴 𝑥 𝐵
𝐶
𝑥 𝐹 𝐷
Ecuación 3
Donde:
A = concentración del metal en la solución digestada (mg/L)
B = volumen final de la solución digestada (L)
C = volumen de la muestra (L), o peso de la muestra (kg)
FD = factor de dilución, si durante el análisis se requiera una dilución debido a que el
analito este fuera del rango óptimo de concentración.
52
Determinación de carbamazepina y diclofenaco
Para cuantificar las concentraciones de CBZ y DCF se lo realizó por
cromatografía de alta eficiencia (HPLC) (Dionex Ultimate 3000 UHPLC).
Curva de calibración
Para la calibración del equipo de cromatografía se requirió preparar estándares
de CBZ y DFC: Sigma Aldrich 99,9 % de pureza, a partir de diluciones de solución
madre de 10 µg en 100 mL de metanol (Al-Hadithi, Saad y Grote, 2011).
En la Tabla 2 y Tabla 3 se detallan las concentraciones y el área pico utilizadas
en cada curva de calibración.
Tabla 2
Concentraciones de estándares correspondientes a la CBZ
Concentración estándares
CBZ (mg/L)
Área pico
(mAU*min)
0,00 0,0000
0,10 0,1590
0,50 0,2768
1,00 0,7777
2,50 1,3649
5,00 2,8610
10,00 5,5248
53
Tabla 3
Concentraciones de estándares correspondientes al DCF
Concentración estándares
DCF (mg/L)
Área pico
(mAU*min)
0,00 0,0000
0,10 0,9672
0,50 1,4326
1,00 2,0489
5,00 10,6521
10,00 17,9854
50,00 73,6901
Lectura y preparación de las muestras en el HPLC-UV.
Se tomaron 100 mL de muestra previamente filtrados al vacío, 125 µm.
Para realizar este tipo de análisis se concentraron en el equipo de calentamiento
Reacti Therm Ts-18824 (150 °C). Seguido las muestras fueron filtradas nuevamente
por filtros cuyo tamaño de poro es de 0,45 y 0,22 µm. Finalmente se colocó en viales
de 1,5 mL de capacidad para su lectura como se observa en la Figura 20.
Figura 20
Muestras preparadas (concentradas y filtradas) en viales de 1,5 mL
54
Antes de realizar la determinación de fármacos en el UHPLC, se realizó un
lavado de la columna C18 Hypersil Gold (longitud: 150 mm; diámetro: 4,6 mm y
tamaño de partícula: 5 µm) con etanol durante 1 h. Se preparó la fase móvil para
cada contaminante emergente. El volumen inyectado es de 20 µL, seguido se
pasaron por un desgasificador por 30min y finalmente transportados por medio de
una bomba cuaternaria. En la Tabla 4 se indican los parámetros considerados para
la lectura de CBZ y DCF respectivamente.
Tabla 4
Parámetros considerados para la lectura de CBZ y DCF
Parámetro CBZ DCF
Flujo (mL/min) 0,80 0,40
Tiempo de corrida (min) 4,00 4,00
Fase móvil
Acetonitrilo:Fosfato
monobásico 0,6 mM
(58:42)
Metanol:Agua
(60:40)
Longitud de onda (nm) 288 220
Volumen inyección (µL) 20 20
Evaluación de alternativas de remoción de carbamazepina y diclofenaco en
agua mediante el uso de nanotecnología
Para la evaluación de alternativas de remoción de CBZ y DCF mediante
nanocompósitos, se realizó una comparación entre la “Degradación utilizando
nanocompuestos de paladio y plata” y la “Remoción con nanocompósitos de
disulfuro de molibdeno y óxido de grafeno (MoS2/rGO)” sintetizados con extracto de
55
cochinilla (Oñate, 2018; Noboa, 2019). Los dos proyectos señalados anteriormente
se desarrollaron en un periodo de 11 y 12 meses respectivamente.
Obtención de nanocompuestos
Preparación del óxido de grafeno (GO).
Se obtuvo el grafito en polvo a partir de lápices, como materia prima de la
preparación del GO. Se siguió el método modificado de Hummer y Offeman para la
preparación su preparación:
- Fase I: añadir 3 g de grafito de polvo, 1,5 g de NaNO3 y 69 mL de H2SO4
concentrado en un matraz. La disolución mantener en agitación constante y
en un baño de hielo durante 30 min. Agregar lentamente 9 g de KMnO4 con
agitación por 2 h.
- Fase II (temperatura media): retirar el baño de hielo y elevar la temperatura
45 °C durante 1h.
- Fase III (alta temperatura): agregar 138 mL de agua destilada y agitar por 30
min a 90 °C.
- Fase IV (síntesis): adicionar 360 mL de agua y 18 mL de peróxido de
hidrógeno al 30 %; para la oxidación del KMnO4 residual. Centrifugar la
mezcla durante 30 min a 3000 RPM. Realizar 3 lavados con una solución de
HCl al 5 %.
- Finalmente secar el producto y almacenarlo (Murray, 2014).
Obtención del extracto de cochinilla.
- Secar los insectos en una estufa a 60 °C durante 15 h.
- Pulverizar la muestra seca con un mortero.
56
- Colocar 25 g de la muestra de cochinilla en 250 mL de agua en un frasco de
vidrio ámbar alejado de la luz directa durante 24 h.
- Filtrar las muestras y realizar 6 lavados con agua destilada hasta obtener un
sólido filtrado de color gris.
- Almacenar el extracto de cochinilla obtenido en un recipiente totalmente
cerrado a 4 °C. El producto caracterizar mediante espectrofotometría UV-VIS
(Avilés, 2017).
Síntesis de nanocompósitos de plata. El método desarrollado para la síntesis
de este tipo de nanocompósitos fue el establecido por Vizuete, con algunas
modificaciones. Se consideraron ciertos parámetros que se muestran en la Tabla 5,
con el objetivo de determinar el volumen de extracto de cochinilla (EC) necesario y la
concentración de precursores sobre la superficie de GO (2016).
- Preparar soluciones madre de AgNO3 de 1, 5 y 10 mM y una solución de
óxido de grafeno de 250 µg/mL.
- Mezclar las dos soluciones en un baño ultrasónico durante 30 min.
- Ajustar el EC a un pH igual de 8 (Kumar, 2016).
- Añadir el EC a distintos volúmenes: 1, 5 y 10 mL con la solución de GO y
mantener en agitación constante por 30 min.
- Finalmente agregar 5 mL de AgNO3 por goteo, de esta forma se obtuvo el
óxido de grafeno reducido (rGO).
- Agitar la mezcla durante 24 h.
Síntesis de nanocompósitos de paladio. En cuanto a los nanocompósitos de
rGO y Paladio se consideró el método establecido por Darabdhara en el año 2015.
57
- Preparar 5 mL de soluciones 1, 5 y 10 mM de Hexacloropaladato de Potasio
(K2PdCl6) y añadir 4mL junto con el EC y con 20 mL de GO.
- Mantener en agitación constante a 100 RPM por 24 h para que se dé la
sintetización.
- Purificar la solución mediante un proceso de centrifugación a 14 000 RPM
por 20 min.
- Realizar lavados con etanol al 10 % y agua destilada hasta obtener un
sobrenadante totalmente transparente.
- Liofilizar el producto obtenido para su posterior almacenamiento y
caracterización.
Tabla 5
Parámetros considerados para la síntesis de nanocompósitos
Precursor
Volumen
EC (mL)
pH
EC
Concentración
(mM)
Tiempo
(h)
Agitación
(RPM)
AgNO3 1-10 8 1; 5; 10 24 100
K2PdCl6 1-4 8 0,5; 1,0; 1,5 24 100
Síntesis de nano estructuras de MoS2. Huang, Huang, Liu, Fang, y Liu;
establecieron un método para sintetizar nano estructuras de MoS2; en el cual se
debe:
- Dispersar 0,30 g de Na2MoO4•2H2O en 40 mL de agua en un baño
ultrasónico.
- Ajustar el pH a 6,5 con una solución 0,1 M de NaOH.
- Añadir 0,80 g de L-cisteína y aforar a 80 mL con agua destilada y mantener
con agitación constante durante 1 h.
- Calentar la mezcla en un reactor de acero inoxidable a 180 °C por 48 h.
58
- Dejar enfriar hasta temperatura ambiente, filtrar el producto y realizar
lavados con etanol absoluto.
- Finalmente secar el sólido por 24 h a 60 °C (2017).
Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO.
- En un baño de ultrasonido cuya amplitud debe mantenerse al 25 % colocar
0,5 g de las nanoestructuras obtenidas en el procedimiento anterior y 50 mL
de alcohol isopropílico, durante 4 h. Este proceso realizar en un baño de
hielo tratando de mantener la temperatura constante.
- Realizar el paso anterior con 0,5 g de GO previamente preparado y 50 mL
alcohol isopropílico.
- Centrifugar cada solución por separado a 1 500 RPM por 45 min.
- Secar en una estufa a 90 °C el sólido resultante.
- A 100 mL de una solución compuesta por: 71 % de MoS2 y 29 % de GO;
añadir 50 mL de extracto de cochinilla. Mantener la solución a agitación
constante y a 90 °C por 3 h.
- Centrifugar a 1500 RPM y realizar 3 lavados con alcohol isopropílico hasta
que se haya eliminado la mayor parte del extracto. Secar el nanocompósito a
30 °C por 3 h.
Degradación de contaminantes emergentes
Ensayos de degradación de fármacos mediante el uso de luz natural o un
simulador artificial
Los ensayos de degradación se los realizó con soluciones sintéticas de CBZ y
DCF de 0,05 mg/mL obtenidas a partir de una solución madre. Para el DCF se trituró
una tableta de 50 mg y se disolvió en una solución 1:1 metanol-agua; y para la CBZ
se disolvió una tableta de 200 mg previamente triturada en metanol al 100 % como
59
se muestra en la Tabla 6 (Farmacopea, INAME). De cada solución madre se toman
alícuotas para conseguir la concentración detallada en la Tabla 7.
Tabla 6
Soluciones sintéticas madre de CBZ y DCF
Sol. madre Volumen (mL) Tableta (mg) Concentración (mg/mL)
CBZ 50 200 4
DCF 10 50 5
Tabla 7
Concentración de fármacos en soluciones sintéticas
Fármaco Volumen de alícuota (mL) Concentración (mg/mL)
CBZ
1,250 0,050
0,125 0,005
DCF
1,000 0,050
0,100 0,005
Al poner en contacto las soluciones sintéticas con los nanocompósitos se realizó
la liofilización de estos, con el material resuspendido se trabajó con una misma
concentración para los tres NCs seleccionados de 100 mg/L. Finalmente se colocó 1
mL de la solución en viales de 1,5 mL y se los aforó con agua tipo I. Todas las
muestras se colocaron bajo un simulador de luz solar y luz solar natural durante 4 h.
Análisis de la degradación de fármacos mediante el uso de nanocompósitos
En cuanto a los ensayos de degradación de CBZ y DCF en el río Machángara,
se tomó en consideración el NC con el cual se alcanzó la máxima degradación en
los ensayos mediante luz natural y con el simulador. Con la determinación de la
mejor alternativa de NCs se evaluará la cinética de degradación tanto de la CBZ y
DCF en diferentes tiempos: 15, 30, 45, 60, 90, 120, 180 y 240 min.
60
Diseño teórico de la fase de retención para adaptarse a una PTAR
Definición del diagrama de flujo
Se estableció un proceso que permita la mayor remoción de contaminantes
emergentes en el río Machángara, a partir de los resultados obtenidos en el proceso
experimental. Se elaboró un diagrama de bloques (BFD), considerando los balances
de masa correspondiente a la fase de retención de fármacos de una PTAR.
Dimensionamiento de equipos
Para determinar las dimensiones de los equipos para la fase de retención
que podrá adaptarse a una PTAR, se tomó a consideración el caudal de la planta de
tratamiento que maneja la PTAR de Quitumbe. En cuanto a la presencia de CBZ y
DCF se consideró la máxima concentración detectada a lo largo de la cuenca del río
Machángara. El nanocompuesto seleccionado para el tratamiento es del cual se
obtuvo la mayor retención con las soluciones sintéticas en los estudios a escala de
laboratorio. La selección de los equipos se realizó de acuerdo con el diagrama de
flujo del proceso y su dimensionamiento con base al caudal manejado por la PTAR
de Quitumbe. Todos los equipos, se dimensionaron considerando la capacidad de la
PTAR y con un sobredimensionamiento del 20 %, debido a que se trabajaría con
agitación constante y por norma de seguridad.
61
Resultados y Discusión
Caracterización Fisicoquímica
Temperatura
Los resultados medidos de este parámetro in situ se muestran en la Tabla 8 y
Figura 21; y el criterio de calidad admisible según TULSMA con respecto a la
temperatura es de menos de 20 °C. Como se puede visualizar la temperatura media
de la cuenca del río Machángara es de 17,02 °C. Y la temperatura en los puntos de
muestreo varían entre los 16,10 °C (T4) y los 18,30 °C (T9); parámetros que se
encuentran dentro del rango permisible como se observa en la Figura 21. Todas los
puntos a lo largo del río están por debajo del límite máximo permisible según la
normativa ecuatoriana.
Tabla 8
Temperatura en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de
muestreo
Muestreo 1
(°C)
Muestreo 2
(°C)
Muestreo 3
(°C)
Muestreo 4
(°C)
Media
(°C)
T1 16,20 16,40 16,30 16,30 16,30
T2 16,90 17,20 17,15 17,10 17,09
T3 16,08 16,50 17,20 16,20 16,50
T4 16,30 15,10 16,40 16,60 16,10
T5 16,70 17,30 16,50 16,80 16,83
T6 16,85 16,80 16,80 16,90 16,84
T7 17,18 17,15 17,20 17,25 17,20
T8 17,25 17,30 15,70 17,15 16,85
T9 18,70 18,20 17,80 18,50 18,30
T10 18,85 18,60 17,60 17,90 18,24
Media 17,10 17,06 16,87 17,07 17,02
Criterio de Calidad Admisible <20 °C
62
Figura 21
Resultados obtenidos de temperatura en el muestreo del río Machángara
Potencial hidrógeno
Los resultados de pH obtenidos en los puntos de muestreo a lo largo de la
cuenca del río Machángara se muestran en la Tabla 9.
Donde se evidencia que todas las muestra tomadas cumplen con el criterio de
calidad admisible en aguas dulces del TUSLMA (2015).
Tabla 9
Potencial hidrógeno en los puntos de muestreo del río Machángara
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
14,00
16,00
18,00
20,00
22,00
T
e
m
p
e
ra
tu
ra
(
°C
)
Puntos de Muestreo
Temperatura (°C)
63
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 6,81 6,73 6,78 6,84 6,79
T2 7,00 7,15 7,00 7,00 7,04
T3 7,70 6,82 7,11 7,03 7,17
T4 7,66 6,93 8,08 7,16 7,46
T5 5,55 7,23 7,27 7,25 6,83
T6 5,40 7,00 7,11 7,03 6,64
T7 7,10 6,80 6,89 7,05 6,96
T8 6,90 6,83 6,98 7,03 6,94
T9 7,98 7,24 7,12 7,20 7,39
T10 8,06 7,35 7,20 7,21 7,46
Media 7,02 7,01 7,15 7,08 7,06
Criterio de Calidad Admisible 6,5 - 9
Figura 22
Resultados obtenidos del potencial hidrógeno en el muestreo del río Machángara
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
6,00
7,00
8,00
9,00
10,00
p
H
Puntos de Muestreo
pH
64
En la Figura 22 se muestra la gráfica del pH frente a cada uno de los puntos de
muestreo siendo el que presenta el menor valor el punto T6 que se encuentra en el
sector del Puente Sena al sur de la ciudad de Quito. Esto se puede deber a que es
una zona urbana de alta movilidad; el agua está en contacto con residuos sólidos y
líquidos de los hogares, este punto de muestreo presentó un apariencia espumosa y
mal olor.
En cuanto a los puntos con mayor valor de pH:7,46; son los: T4 y T10 que son
zonas alejadas del sur y oriente de la ciudad. Con un pH ligeramente superior a 7 se
produce la precipitación de sale solubles.
Se debe considerar que el pH del agua modula el riesgo de toxicidad de
algunos compuestos químicos tales como el amoníaco, considerado un indicador para
la presencia de vida silvestre (Kubitza, 2016). Una variación de pH tiende a romper el
balance químico del agua y movilizar a los contaminantes, condiciones tóxicas.
Conductividad eléctrica
La conductividad eléctrica se determinó in situ y los valores obtenidos se indican
en la Tabla 10. Se consideró como límite máximo admisible 600 µS/cm según la
norma Chilena.
El TULSMA no considera este parámetro como un criterio de calidad admisible
para preservar la vida acuática en el agua dulce.
65
Tabla 10
Conductividad eléctrica en los puntos de muestreo del río Machángara (µS/cm)
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 891,60 895,00 893,00 890,00 892,40
T2 524,00 525,00 524,50 525,20 524,68
T3 883,03 882,10 869,40 889,30 880,96
T4 857,40 857,50 1001,00 871,90 896,95
T5 774,97 771,50 772,90 767,20 771,64
T6 761,10 771,40 781,20 779,30 773,25
T7 779,15 776,90 781,40 779,50 779,24
T8 840,60 777,30 774,70 795,50 797,03
T9 726,50 606,60 607,40 605,50 636,50
T10 729,20 636,80 633,80 627,90 656,93
Media 776,76 750,01 763,93 753,13 760,96
Límite máximo admisible < 600 µS/cm
Figura 23
Resultados obtenidos de la conductividad eléctrica en el muestreo del río Machángara
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
200,00
400,00
600,00
800,00
1.000,00
C
o
n
d
u
c
ti
v
id
a
d
(
u
S
/c
m
)
Puntos de Muestreo
Conductividad
66
En la Figura 23 se muestra la conductividad eléctrica medida en los puntos de
muestreo, en la que se evidencia que el único punto que está dentro del límite
máximo admisible es el T2 (524,68 µS/cm) debido a qué es el agua ya tratada en la
PTAR de Quitumbe. Toda la cuenca del río Machángara presentó una conductividad
eléctrica superior a 636,50 µS/cm como límite inferior y como límite superior 896,95
µS/cm en T4 en el sector del Recreo. Esto puede deberse a la presencia de solidos
disueltos entre ellos la presencia de gran cantidad de cloruros.
Sólidos suspendidos totales (SST), Sólidos totales disueltos (SDT) y ST
Los SST, SDT y ST a lo largo de la cuenca del río Machángara fueron
determinados en el laboratorio, los resultados se detallan en la Tabla 11. Los límites
admisibles máximos para los SST y ST son 100 y 1 600 mg/L (TULSMA, 2015).
Tabla 11
Sólidos suspendidos totales (SST), sólidos totales disueltos (SDT) y sólidos totales
(ST) en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de muestreo SDT (mg/L) SST (mg/L) ST (mg/L)
T1 1056,50 183,50 1240,00
T2 912,00 8,00 920,00
T3 311,00 59,75 370,75
T4 154,25 143,00 297,25
T5 459,48 60,25 519,73
T6 313,00 90,50 403,50
T7 391,50 57,00 448,50
T8 498,50 68,50 567,00
T9 474,75 30,50 505,25
T10 383,75 27,75 411,50
Límite máximo admisible (mg/L) < 100 < 1 600
67
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
S
ó
li
d
o
s
(
m
g
/L
)
Puntos de muestreo
SDT
SST
ST
Figura 24
Resultados obtenidos sólidos suspendidos totales (SST), sólidos totales disueltos
(SDT) y sólidos totales (ST) en el muestreo de la cuenca del río Machángara
En la Figura 24 se puede visualizar que los SDT varían entre los 154,25 mg/L
(T4- El Recreo) hasta los 1 056,50 mg/L (T1-Entrada a la PTAR); este tipo de sólidos
incluyen sales, minerales, metales, compuestos orgánicos e inorgánicos disueltos
menores a 1,5 micras.
En cuanto a los SST, solo dos puntos de muestreo están sobre el rango
permisible de la norma Ecuatoriana T1 con 183,50 mg/L y T4 con 143,00 mg/L. Los
puntos con menos cantidad de SST son los T9 y T10 con: 30,50 y 27,75
respectivamente, este se puede deber a que se encuentra en una zona más alejada
de la ciudad de Quito.
Sólidos Disueltos, Suspendidos y Totales
68
Todos los ST determinados a lo largo de río están por debajo del límite máximo
admisible. Siendo el de mayor proporción en T1-Entrada de la PTAR (1 240 mg/L),
esto se puede deber a que es la recolección subterránea de toda el agua residual
proveniente del sur del DMQ.
Sólidos sedimentables
Los sólidos sedimentables en los distintos puntos de muestreo se evidencian en
la Tabla 12.
Estos datos sirven para evaluar que sólidos pueden ser removidos por
sedimentación convencional. Se puede decir que en promedio un 75 % de estos
sólidos son orgánicos y un 25 % inorgánicos (Mayo, 2017).
Tabla 12
Sólidos sedimentables en los puntos de muestreo del río Machángara (mL/L)
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 1,00 2,00 2,00 3,00 2,00
T2 0,00 0,00 0,00 0,00 0,00
T3 3,00 3,00 3,00 4,00 3,25
T4 4,00 4,00 3,00 4,00 3,75
T5 3,00 2,00 3,00 3,00 2,75
T6 4,00 3,00 3,00 3,00 3,25
T7 3,00 3,00 3,00 3,00 3,00
T8 5,00 2,00 3,00 3,00 3,25
T9 2,00 2,00 3,00 2,00 2,25
T10 2,00 2,00 3,00 2,00 2,25
Media 2,70 2,30 2,60 2,70 2,58
69
Figura 25
Resultados obtenidos sólidos sedimentables en el muestreo de la cuenca del río
Machángara
En la Figura 25 se muestran los sólidos sedimentables presentes en cada punto
de muestreo del río Machángara con un promedio de 2,58 mL/L. La mayor cantidad
de sólidos sedimentables se evidencian en el punto T4 con 3,75 mL/L y la muestra
que no presento sólidos sedimentables fue a la salida de la PTAR de Quitumbe. La
presencia de sólidos sedimentables a los largo del río Machángara puede ser por la
presencia de partículas orgánicas: 75 % e inorgánicas 25 %. Esta cuenca arrastra
gran material particulado debido al desnivel de la zona y a las descargas residuales
de las zonas residenciales.
Determinación de turbidez
La turbidez es un parámetro que se relaciona con las partículas suspendidas, en
la Tabla 13 se puede observar los resultados en cada punto de muestreo.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
1,00
2,00
3,00
4,00
5,00
S
ó
li
d
o
s
s
e
d
im
e
n
ta
b
le
s
(
m
L
/L
)
Puntos de Muestreo
Sólidos sedimentables
70
Tabla 13
Turbidez en los puntos de muestreo del río Machángara (NTU)
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 239,00 237,00 237,00 239,00 238,00
T2 11,00 11,00 12,00 10,00 11,00
T3 60,00 48,00 52,00 56,00 54,00
T4 100,00 177,00 157,00 123,00 139,25
T5 73,00 61,00 65,00 71,00 67,50
T6 72,00 128,00 112,00 94,00 101,50
T7 59,00 68,00 63,00 67,00 64,25
T8 81,00 76,00 77,00 78,00 78,00
T9 30,00 51,00 45,00 44,00 42,50
T10 42,00 32,00 40,00 39,00 38,25
Media 76,70 88,90 86,00 82,10 83,43
Según la norma, se establece que la turbidez para aguas dulces debe ser
menor a 100 NTU.
Figura 26
Resultados obtenidos de turbidez en el muestreo de la cuenca del río Machángara
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
50,00
100,00
150,00
200,00
250,00
T
u
rb
id
e
z
(
N
T
U
)
Puntos de Muestreo
Turbidez
71
Como se pudo observar en la tabla anterior existen dos puntos que no cumplen
con esto; T1 (238 NTU), T4 (139,25 NTU) y T6 (101,50). Para observar la variación
de la turbidez en la cuenca del río se muestra la Figura 26; donde los cambios
suscitados tienden a hacerlo de manera aleatoria. Esto se puede deber a: son zonas
con alta erosión del suelo, existen descargas directas al cuerpo de agua y la
presencia de escorrentía urbana. Las cuencas con mayor turbidez absorben calor de
la luz solar, por lo tanto, menor concentración de oxígeno en el agua (decrece la
actividad fotosintética de plantas) (Cevallos, 2021).
Determinación de dureza total
La dureza total en los puntos de muestreo se muestra en la Tabla 14 expresados
en mg/L. Este parámetro ayuda a determinar la presencia de compuestos minerales
en el agua (sales de magnesio y calcio).
Tabla 14
Dureza en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 136,00 124,00 136,00 132,00 132,00
T2 104,00 116,00 120,00 108,00 112,00
T3 136,00 140,00 138,00 132,00 136,50
T4 88,00 136,00 112,00 124,00 115,00
T5 120,00 140,00 128,00 132,00 130,00
T6 120,00 124,00 128,00 120,00 123,00
T7 120,00 132,00 128,00 124,00 126,00
T8 136,00 144,00 136,00 136,00 138,00
T9 144,00 124,00 140,00 132,00 135,00
T10 124,00 132,00 128,00 124,00 127,00
Media 122,80 131,20 129,40 126,40 127,45
72
Figura 27
Resultados obtenidos de la dureza total en el muestreo del río Machángara
La Figura 27 muestra que los valores de dureza oscilan entre 112,00 y 138,00
mg/L a lo largo de la cuenca del río; por ello este tipo de aguas se las considera
como moderadamente duras (75-200 mg/L) (Soto, 2015). En el punto T8 - Guápulo
se presenta un mayor valor en la dureza (138 mg/L) esto se puede deber
fundamentalmente a la formación geológica del sector por el cual atraviesa el agua a
su captación. Los puntos que se encontraban a un mayor desnivel (T3, T8 y T9)
presentan mayor presencia de sales de calcio y magnesio (dureza).
Determinación de aniones
En cuanto a los aniones se determinaron: Cloruros (Cl-), Nitratos (NO3-), Nitritos
(NO2⁻), Sulfatos (SO₄2⁻) y Fosfatos (PO₄³⁻). Estos resultados se detallan en la Tabla
15, al igual que el límite máximo admisible establecido en el TULSMA.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
25,00
50,00
75,00
100,00
125,00
150,00
D
u
re
z
a
(
m
g
/L
)
Puntos de Muestreo
Dureza Total
73
Tabla 15
Aniones presentes en los puntos de muestreo del río Machángara (mg/L)
Punto de
muestreo
Cloruros Nitratos Nitritos Sulfatos Fosfatos
T1 75,98 53,75 0,22 110,00 5,25
T2 87,97 27,75 0,03 91,00 4,15
T3 61,98 130,75 0,69 34,00 16,58
T4 50,98 264,00 2,02 60,00 13,48
T5 45,99 288,25 0,47 47,75 12,35
T6 59,48 155,50 2,30 50,50 12,38
T7 49,48 168,50 2,02 51,00 12,18
T8 46,99 274,50 2,81 51,50 14,53
T9 46,49 72,25 5,42 39,75 8,58
T10 44,49 132,00 0,27 34,75 12,98
Límite máximo
Admisible (mg/L)
< 141,0 < 13,00 < 0,20 - -
Para los Cl- se evidencia un descenso a lo largo de la cuenca desde el punto T3
hasta el punto T10 como muestra la Figura 28.
Figura 28
Resultados obtenidos de los aniones presentes en el muestreo de la cuenca del río
Machángara
74
Todos los parámetros correspondientes a los Cl- cumplen con el límite máximo
admisible. Se puede decir que la cuenca presenta mayor presencia de cloruros río
arriba debido al lavado de suelos por la presencia de lluvias en el sector. Mientras
que en la zona oriental del DMQ las lluvias son menores. El contenido de nitratos en
los puntos de muestreo supera el límite máximo admisible (13 mg/L), esto se debe a
la presencia de gran cantidad de materia orgánica en descomposición, esto se verá
reflejado en la determinación del DQO. Además, se puede visualizar que a pesar de
que el punto T2 es a la salida de la PTAR no alcanza el límite permitido (27,75
mg/L). La mayor concentración de nitratos se dio en el punto T5 con 288,25 mg/L en
el sector de la Villaflora. El sector se caracterizó por presentar botaderos y personas
de escasos recursos improvisando casas a la orilla de este.
Los Nitritos resultantes en el muestreo sobrepasan los 0,2 mg/L que establece
la normativa Ecuatoriana a excepción del punto T2 (0,03 mg/L). Son el resultado de
la biodegradación de los nitratos y es un indicador de la contaminación fecal
presente (Cabrera, Hernández, Gómez y Cañizares; 2018). Los puntos con mayor
presencia de nitritos son: T4, T6, T7, T8 y T9 con 2,02; 2,30; 2,02; 2,81 y 5,42 mg/L
respectivamente. En la Figura 28 se puede observar que en T1 presenta la
concentración más alta de sulfatos: 110 mg/L. Además, se da un decrecimiento de
concentraciones de sulfatos a lo largo de la cuenca del río Machángara llegando al
punto T10 con 34,74 mg/L. A mayor presencia de sulfatos, el agua tiende a
presentar mayor turbidez y dureza (presencia de sales). En cuanto a los fosfatos, la
norma Ecuatoriana no ha establecido el límite máximo admisible para aguas dulces.
Según los resultados obtenidos los fosfatos en esta cuenca varían desde 4,15 mg/L
(T2) hasta 16,58 mg/L (T3). Altas concentraciones de fosfatos denotan presencia de
detergentes lineales, lo que puede provocar mayor presencia de algas y el
incremento del estado de putrefacción del agua.
75
Determinación de DQO
Los resultados obtenidos de la DQO se detallan en la Tabla 16 siendo el criterio
máximo de calidad admisible 40 mg/L según el TULSMA. En la Figura 29, se
identifican que puntos presentan una DQO superior a la norma establecida.
Tabla 16
Demanda química de oxígeno en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de muestreo DQO (mg/L)
T1 138
T2 26
T3 236
T4 148
T5 86
T6 66
T7 82
T8 60
T9 52
T10 442
Límite máximo admisible (mg/L) < 40
Figura 29
Resultados obtenidos de la demanda química de oxígeno en el muestreo de la cuenca
del río Machángara
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
0,00
100,00
200,00
300,00
400,00
500,00
D
Q
O
(
m
g
/L
)
Puntos de Muestreo
Demanda Química de Oxígeno
76
El punto T2 (26 mg/L) es el único dentro del límite admisible según la normativa.
Los puntos que presentan mayor DQO son T1, T3, T4 y T10 con 138, 236, 148 y 442
mg/L respectivamente.
Esto puede deberse a que los puntos se encuentran en zonas poblabas,
hospitales donde las descargas de aguas residuales son directas al río. Mientras
más alto es la DQO más sustancias se pueden oxidar tanto por organismos o por
sus propiedades químicamente dichas.
Determinación de metales
En la Tabla 17 se muestran los resultados de los siguientes metales: Cu, Ni, Fe
y Zn a lo largo de la cuenca del río Machángara.
Tabla 17
Metales presentes en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de muestreo Cu Ni Zn Fe
T1 0,072 0,050 0,020 0,096
T2 0,002 0,001 0,001 0,000
T3 0,061 0,037 0,008 0,173
T4 0,057 0,036 0,011 0,101
T5 0,063 0,045 0,006 0,146
T6 0,071 0,041 0,007 0,079
T7 0,050 0,038 0,010 0,287
T8 0,053 0,034 0,009 0,226
T9 0,042 0,036 0,007 0,128
T10 0,049 0,035 0,007 0,106
Límite máximo
Admisible (mg/L)
<0,005 <0,025 <0,030 <0,300
77
Figura 30
Resultados obtenidos de los metales presentes en la cuenca del río Machángara
La normativa ambiental ecuatoriana TULSMA (2015), establece como criterio
máximo admisible en los metales; 0,005 mg/L (Cu); 0,025 mg/L (Ni); 0,030 mg/L (Zn)
y 0,30 mg/L (Fe).
En la Figura 30 se representó la concentración de los metales hallados en los
puntos de muestreo. Todos los metales analizados son bioacumulables. Al analizar
el Cu se puede observar que todos los puntos excepto T2 (0,002 mg/L) superan el
límite máximo admisible con un rango entre 0,042 mg/L (T9) y 0,071 mg/L (T1). La
presencia de Cu en el agua se debe a la presencia de industrias hojalateras.
En cuanto al Ni se da la misma situación anterior, todos los puntos excepto el
punto a la salida de la PTAR (0,001 mg/L) superan el límite máximo admisible con
un rango entre 0,034 mg/L (T8) y 0,050 mg/L (T1). La concentración de Zn es el
único parámetro a lo largo del río que se encuentra por debajo del límite máximo
admisible; con concentraciones desde los 0,001 mg/L (T2) hasta 0,011 mg/L (T4).
En el punto T2 (entrada PTAR) no se detectó presencia de Fe, sin embargo, en el
reto de puntos de muestreo se halló: 0,079 mg/L (T6) como el valor mínimo y 0,287
78
mg/L (T7) como el máximo. En su mayor parte se debe al contacto de esta cuenca
con aguas subterráneas. La presencia de estos metales en el agua puede ser
debido a causas de origen natural (enriquecimiento) o antropogénico. También se
debe a la acción humana, los lixiviados de minería que llegan por arrastre y por
actividades agrícolas (plaguicidas). En el DMQ existen todavía inmuebles antiguos
cuyas tuberías son de metales pesados dándose una disolución del metal y
alcanzando la cuenca del río como arribo final (Camacho, 2017).
Determinación de carbamazepina y diclofenaco
Curva de calibración-Carbamazepina
Para el manejo del equipo de HPLC y resultados confiables se elaboró la curva
de calibración (Figura 31), cuyo R2 es de 0,9981. Las concentraciones (mg/L)
resultantes por cromatografía de alta eficiencia de CBZ a lo largo de la cuenca del
río Machángara se puede visualizar en la Tabla 18.
Figura 31
Curva de calibración de la carbamazepina (HPLC)
79
Tabla 18
Concentración de CBZ en los puntos de muestreo del río Machángara
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 0,0500 0,0500 0,0500 0,0500 0,0500
T2 <L.D <L.D <L.D <L.D <L.D
T3 0,1156 0,1127 0,1168 0,1165 0,1154
T4 >L.D 0,1044 0,1008 0,1010 0,1021
T5 >L.D 0,1104 0,1007 0,1020 0,1043
T6 >L.D >L.D >L.D >L.D >L.D
T7 >L.D >L.D >L.D >L.D >L.D
T8 0,1169 0,1257 0,1168 0,1175 0,1192
T9 >L.D >L.D 0,1089 0,1014 0,1052
T10 0,1226 0,1323 0,1078 0,1056 0,1171
Media 0,0405 0,0635 0,0702 0,0694 0,0609
En el punto T1 (Entrada PTAR) la concentración de CBZ es de 0,05 mg/L y en
T2 está por debajo del límite de detección. Siendo este valor confiable debido a que
se trata de la muestra tomada a la salida de la PTAR. En T3 se tiene un incremento
considerable de la concentración de CBZ (0,1154 mg/L) ya que se le atribuye a la
cercanía del Hospital del Sur. Los puntos T6 y T7 sobrepasaron el límite detección
del equipo, son los puntos que presentaron mayor turbidez y presencia de sales de
calcio y magnesio. En T8, T9 y T10 se evidenció mayor concentración de CBZ, con
relación a los demás puntos de muestreo: 0,1192; 0,1052; 0,1171 mg/L
respectivamente debido a su persistencia en el ambiente. La media presente en la
cuenca del río Machángara es de 0,0609 mg/L. La CBZ tiene un tiempo de vida
media de 195 días y no es biodegradable. (Martínez, 2018). Este fármaco suele ser
letal para los peces cuando la concentración supera los 43 ug/L. Suele adherirse a
los sedimentos representando una amenaza para organismos que se alimentan de
materia orgánica (Santos et al, 2020). Se ha demostrado q la remoción de CBZ en
las PTARs por medio del uso de lodos activados es de alrededor del 6 % (Correia y
Marcano, 2015).
80
Figura 32
Concentración de Carbamazepina a lo largo de la cuenca del río Machángara
81
Curva de calibración-Diclofenaco
Antes de analizar la concentración de DCF se realizó la curva de calibración del
fármaco en el cromatógrafo de alta eficiencia como se observa en la Figura 33.
Figura 33
Curva de calibración del diclofenaco (HPLC)
Los resultados obtenidos correspondientes al diclofenaco se muestran en la
Tabla 19, expresados en mg/L.
Tabla 19
Concentración de DCF en los puntos de muestreo del río Machángara
82
Punto de
muestreo
Muestreo 1 Muestreo 2 Muestreo 3 Muestreo 4 Media
T1 48,0525 48,0525 48,0525 48,0525 48,0525
T2 14,0678 14,6804 13,8976 13,5167 14,0406
T3 13,5099 >L.D 7,2056 10,7143 10,4766
T4 >L.D 13,0616 6,5201 8,3735 9,3184
T5 20,2605 5,5340 7,0886 >L.D 10,9610
T6 >L.D 12,1573 9,8988 12,7580 11,6047
T7 13,1251 >L.D 11,3766 14,1903 12,8973
T8 14,7468 9,5558 >L.D 10,7142 11,6723
T9 >L.D 10,6691 10,5013 >L.D 10,5852
T10 >L.D >L.D >L.D >L.D >L.D
Media 20,6271 16,2444 14,3176 16,9028 17,0230
Como se puede observar en la Figura 34 el punto de muestreo que presenta la
mayor concentración de DCF es T1 con 48,0525 mg/L, ya que es una muestra
tomada a la entrada de la PTAR, la cual recolecta toda el agua residual del sur de
Quito. En el punto T2 la concentración resultante es 14,0406 mg/L esta muestra fue
obtenida al finalizar el tratamiento de aguas residuales en Quitumbe. Lo que
comprueba que un tratamiento de agua convencional no remueve completamente
los contaminantes emergentes. Los puntos T10 se encuentran fuera del límite de
detección del HPLC al igual que la concentración de DCF es la máxima observada
en la Figura 34.
En T7, T8 y T9 se evidenció mayor concentración de DCF, con relación a los
demás puntos de muestreo: 12,8973; 11,6723 y 10,5852 mg/L respectivamente
debido a su persistencia en el ambiente. La concentración media de DCF presente
en la cuenca del río Machángara es de 17,0230 mg/L.
Correia y Marcano en su investigación demostraron que una PTAR con métodos
convencionales logra remover el 38 % de DCF presente en aguas residuales.
83
Figura 34
Concentración de Diclofenaco a lo largo de la cuenca del río Machángara
84
Evaluación de alternativas de remoción de carbamazepina y diclofenaco en
agua mediante el uso de nanotecnología
Obtención de nanocompuestos
Preparación del óxido de grafeno (GO) El óxido de grafeno sintetizado posee
un color ámbar, esto se debe a la solubilidad que presenta y al tiempo de síntesis en
cada fase. En la Figura 35 se observa el espectro UV-VIS de GO comercial y GO
sintetizado en el proyecto. El GO es de naturaleza hidrofílica, presenta grupos
polares.
Figura 35
Diagrama del Espectro UV-VIS de GO comercial y GO sintetizado (izquierda). b.
Solución de síntesis de rGO antes y después de la filtración (derecha).
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019; y de
Degradación de CBZ y DIC bajo la luz solar y artificial utilizando nanocompuestos de
Pd y Ag sintetizados con extracto de cochinilla, por Oñate, 2018. Universidad de las
Fuerzas Armadas ESPE.
85
Obtención del extracto de cochinilla. El extracto de cochinilla tiene una
coloración intensa, se lo obtuvo por maceración con agua como solvente (por su
estructura de glicósidos polares). En la Figura 36 se muestra el extracto obtenido y
su espectro UV-VIS.
Figura 36
Diagrama del Espectro UV-VIS del extracto de cochinilla utilizando como solvente
agua a pH5.
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019, Universidad
de las Fuerzas Armadas ESPE.
Los polifenoles obtenidos en esta extracción fueron de alrededor de 10 029,72
mg/L; para ello se utilizó 50 mL del extracto en 100 mL de síntesis del
nanocompósito (Oñate, 2018).
Síntesis de nanocompósitos de plata. En cuanto a la síntesis de
nanocompósitos de Ag se evaluaron a distintas concentraciones y variación de pH
como se muestra en la Tabla 20.
86
La síntesis de nanocompósitos de Ag a pH 5 no es eficiente debido a la
solubilidad y formación nula que presenta al igual que a pH 12 a concentraciones 1
mM por la formación de precipitados. Un parámetro crítico en la formación de los Ag-
NCs es la temperatura a 40 °C la síntesis es ineficiente mientras que a 25 °C la
nucleación es rápida dando como resultado nanopartículas mono-dispersas.
Tabla 20
Resultados de las condiciones de preparación de nanocompósitos de Ag a pH 5 y
pH 12.
pH
Conc.
(mM)
Coloración Precipitación Sol. Formación NC
5
10 Café rojizo Si Nula No
5 Rojo Si Nula No
1 Rojo trasparente Si Nula No
12
10 Café grisácea No Si Si
5 Café No Si Si
1 Café transparente Si Nula No
Síntesis de nanocompósitos de paladio. La síntesis de Pd-NCs se realizó con
las condiciones de la Tabla 21.
Tabla 21
Resultados de las condiciones de preparación de Pd-NCs a pH 8 y pH 12.
pH Conc. (mM) Coloración Precipitación Sol. Formación NC
12
10 Amarillo Si Nula No
5 Amarillo Si Nula No
1 Rojo trasparente Si Nula No
8
10 Rojo trasparente Si Media Si
5 Rojo trasparente Si Media Si
1 Morado No Si Si
87
Los mejores resultados con Pd se dieron con 1mM de precursor y para el Ag-
NCs con 10 mM. En la Figura 37 se indica el espectro de absorción de: Ag y Pd.
Figura 37
Espectro UV-VIS de Ag-NCs (AgNO3 de 10 mM) (izquierda). Espectro UV-VIS de Pd-
NCs (K2 PdCl6 1 mM) (derecha).
Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO. Se sintetizaron nanocompósitos
de MoS2/rGO a pH de 5 y 11 a temperatura ambiente Figura 38.
Figura 38
Espectro UV-VIS de MoS2/rGO sintetizado a: pH 5 (izquierda) y pH 11 (derecha).
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019, Universidad
de las Fuerzas Armadas ESPE.
88
La síntesis obtenida a pH 5 es incompleta ya que no existe una formación clara
del nanocompósito, el extracto de cochinilla al estar en un pH ácido no posee los
suficientes grupos funcionales disponibles para adherir MoS en la superficie
(Resultados no favorables) (Avilés, 2017). A pH 11 se da una buena reducción del GO
y mayor adherencia de nanohojuelas. El MoS2/rGO sintetizado posee la capacidad de
emitir menos radiación que el óxido de molibdeno puro (reacciones fotocatalíticas).
Degradación de contaminantes emergentes
Ensayos de degradación de fármacos mediante el uso de luz natural o un
simulador artificial
Para los ensayos de degradación de fármacos se trabajó con una concentración
promedio de 3,00 mg/mL para el DCF Tabla 22.
Tabla 22
Resultados de degradación de DCF con luz artificial y natural mediante el uso de
nanocompósitos de Ag, Pd y Mo respectivamente.
LUZ ARTIFICIAL
Nanocompuesto Área Conc. Final % Remoción
Ag-NC
6329214 0,034 8,19
5183534 0,015 59,85
4725412 0,015 60,14
Pd-NC
6313851 0,034 8,32
6060668 0,034 10,57
3435084 0,025 33,91
Mo-NC
6585950 0,098 32,64
3685494 0,123 41,13
4757949 0,086 28,76
89
LUZ NATURAL
Nanocompuesto Área Conc. Final % Remoción
Ag-NC
71668 0,014 63,81
58355 0,015 59,26
80480 0,014 63,73
Pd-NC
141284 0,014 63,19
128056 0,014 63,31
113497 0,014 63,44
Mo-NC
436485 0,299 86,53
6341932 0,012 99,94
1637483 0,015 99,86
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019; y de
Degradación de CBZ y DIC bajo la luz solar y artificial utilizando nanocompuestos de
Pd y Ag sintetizados con extracto de cochinilla, por Oñate, 2018. Universidad de las
Fuerzas Armadas ESPE.
El tratamiento con radiación mediante un simulador no demuestra un efecto
considerable en la remoción de DCF; así se varíe el volumen de los NCs. Con el uso
de luz solar natural se observan mejores resultados de remoción alcanzando un
promedio del 63 % tanto con Ag-NC y Pd-NC; del 99 % con Mo-NC siendo este el
mejor nanocompósito demostrado en el ensayo. Se debe tomar en cuenta que el
aumento de volumen de NCs no determina una variación significativa en la remoción
del fármaco. Para los ensayos de degradación de CBZ se trabajó con una
concentración promedio de 0,06 mg/L. Los resultados correspondientes a los
ensayos de degradación de CBZ con luz artificial y natural se muestran en la Tabla
23. La remoción de CBZ con Pd-NCs, Ag-NCs y Mo-NCs con el uso de un simulador
de luz solar es de alrededor del 49 % en la mayor parte de los casos. Ladisminución
de la concentración del fármaco es atribuida a la capacidad de adsorción del óxido
de grafeno. En cuanto al uso de luz natural en la remoción de CBZ con Ag-NCs y
90
Pd-NCs no se observa una diferencia con el tratamiento con el simulador de luz ya
que tambien se alcanzó una remoción del 49 %. Los ensayos realizados con Mo-
NCs y luz solar natural alcanzaron una remoción del 73,37 %; atribuyendoló como el
mejor NC para la remoción de CBZ de los ensayos expuestos en la Tabla 23.
Tabla 23
Resultados de degradación de CBZ con luz artificial y natural mediante el uso de
nanocompósitos de Ag, Pd y Mo respectivamente.
LUZ ARTIFICIAL
Nanocompuesto Área Conc. Final % Remoción
Ag-NC
6449024 0,033 49,00
6476101 0,033 49,00
6467074 0,033 49,00
Pd-NC
6432398 0,033 49,00
6493474 0,033 48,00
6339107 0,033 50,00
Mo-NC
903750 0,025 49,79
907840 0,026 47,54
100356 0,028 44,40
LUZ NATURAL
Nanocompuesto Área Conc. Final % Remoción
Ag-NC
6400713 0,033 49,00
6422639 0,033 49,00
6401402 0,033 49,00
Pd-NC
6379432 0,033 49,00
6519974 0,034 48,00
6682656 0,034 47,00
Mo-NC
904356 0,025 49,46
702001 0,019 61,73
500825 0,013 73,37
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019; y de
91
Degradación de CBZ y DIC bajo la luz solar y artificial utilizando nanocompuestos de
Pd y Ag sintetizados con extracto de cochinilla, por Oñate, 2018. Universidad de las
Fuerzas Armadas ESPE.
Análisis de la degradación de fármacos mediante el uso de
nanocompósitos.
Tabla 24
Resultados del análisis de cinética de degradación de CBZ y DFC
DCF CBZ
Tiempo
(min)
Concentración
(mg/L)
Concentración
(mg/L)
0 0,08446 0,05268
15 0,02109 0,04689
30 0,00526 0,03871
45 0,00131 0,01688
60 0,00033 0,00743
90 0,00002 0,00579
120 0,000001 0,00322
180 0,004 E-6 0,000932
240 0,001 E-8 0,000521
Nota: Tomado de Síntesis de nanocompósitos de MoS2/rGO y determinación de su
actividad fotocatalítica en la remoción de CBZ y DIC, por Noboa, 2019. Universidad
de las Fuerzas Armadas ESPE.
Para los análisis de degradación de CBZ y DCF en las muestras tomadas en el
río Machángara se escogió como la mejor alternativa a los Mo-NCs. Se realizaron
ensayos de remoción de CBZ y DCF en diferentes tiempos: 15, 30, 45, 60, 90, 120,
180 y 240 min obteniendo como resultados los mostrados en la Tabla 24. Para el
DCF y la CBZ se trabajó a un pH de 4, luz solar natural y una concentración del
92
nanocompósito de 3 mg/L según los resultados obtenidos en los ensayos anteriores.
Con estos parámetros ya evaluados se obtuvo una remoción del 99,94 % para el
DCF y del 84,14 % para la CBZ (Noboa, 2019).
Figura 39
Cinética de degradación de la CBZ (superior) y DCF (inferior).
0 20 40 60 80 100 120
0,00
0,02
0,04
0,06
0,08
0,10
C
o
n
c
e
n
tr
a
c
ió
n
(
m
g
/L
)
Tiempo (min)
Cinética de degradación del DCF
0 20 40 60 80 100 120
0,00
0,02
0,04
0,06
C
o
n
c
e
n
tr
a
c
ió
n
(
m
g
/L
)
Tiempo (min)
Cinética de degradación de la CBZ
93
La cinética de degradación para el DFC y la CBZ corresponde al primer orden.
Para el DFC el tiempo máximo de remoción es de 45 min, la velocidad de reacción
es directamente proporcional a la concentración del fármaco con una constante
k=0,0925 min-1. Para la CBZ se tiene un tiempo de remoción máximo de 240 min y la
constante k=0,0205 min-1. Como se observa en la Figura 40.
Figura 40
Linealización de la curva de la cinética de degradación de la CBZ (superior) y DCF
(inferior).
Cinética de degradación de CBZ
Cinética de degradación de DIC
94
Diseño teórico de la fase de retención para adaptarse a una PTAR
Definición del diagrama de flujo
Se establecieron los parámetros con mejores resultados para el establecimiento
del diagrama de flujo del proceso. Para lo cual se trabajó con los parámetros
mostrados en la Tabla 25. El caudal contemplado es el caudal de trabajo de la
PTAR de Quitumbe.
Tabla 25
Parámetros considerados para el diseño teórico de la fase de retención de fármacos.
Parámetro Magnitud
Tiempo de contacto de los NCs 45 min
Cantidad de los NCs 3 mg/L
Caudal de PTAR a tratar 50 L/s
La fase de retención para adaptarse a una PTAR, puede ser implementado al
final de la línea de tratamientos terciarios de la misma.
A continuación, se muestra el diagrama de bloques (BFD) considerando el
balance de masa para el proceso (Figura 41).
𝑘𝑔𝑀𝑜𝑆2/𝑟𝐺𝑂 = 50
𝐿
𝑠
𝑥
60 𝑠
1 𝑚𝑖𝑛
𝑥
3 𝑚𝑔
1 𝐿
𝑥
1 𝑘𝑔
1𝑥106 𝑚𝑔
𝑥 45 𝑚𝑖𝑛 = 0,405𝑘𝑔 𝑬𝒄𝒖𝒂𝒄𝒊ó𝒏 𝟒
95
Figura 41
Diagrama de bloques de la fase de retención para adaptarse a una PTAR
Dimensionamiento de equipos
En el dimensionamiento de los equipos necesarios en la fase de retención de
DFC y CBZ se realizó al considerar el flujo másico proveniente de la PTAR de
Quitumbe. En este apartado se exponen las características de los equipos y su
dimensionamiento se detallan en el Anexo II.
Características del tanque con agitación mecánica. Para el proceso de
retención de fármacos con NCs se diseñó un tanque con agitación mecánica;
además de un tanque de almacenamiento para la recepción del agua tratada antes
del tratamiento con NCs.
Los tanques fueron diseñados de acero AISI 304, presenta alta resistencia a la
corrosión y a valores de pH con los que se va a trabajar.
En la Tabla 26 y 27 se exponen las características de los tanques con sus
respectivos sistemas de agitación y parámetros generales.
Agua proveniente de la PTAR
135 m3
Retención
(Agitación 45 min)
Magnetización y extracción NCs con DFC y CBZ
Agua Tratada
MoS2 / rGO
0,405 kg
96
Tabla 26
Características del tanque con agitación para la retención de fármacos con NCs.
Característica Valor Unidad
Volumen de agua 135 m3
Tiempo de residencia en el tanque 45 min
Presión 6,41 psi
Material 304 Acero AISI
Eficiencia de la soldadura 0,85
Resistencia de diseño 23 937,82 psi
Diámetro del tanque 6,76 m
Altura del tanque 4,51 m
Cantidad de deflectores 4
Ancho del deflector 0,676 m
Volumen del tanque 162 m3
Sobredimensionamiento 20
Tanques 2
Tabla 27
Características del impulsor del tanque
Característica Valor Unidad
Tipo de impulsor Hélice o pala -
Diámetro del impulsor 2,7 m
Altura del impulsor 2,7 m
Potencia 114,79 kW
Como se puede observar en la Tabla 26 el sobredimensionamiento del tanque
con agitación mecánica es del 20 % esto se debe a que el proceso está en agitación
constante por 45 min.
Características de una fuente externa magnética. Con la finalidad de remover
las nanopartículas añadidas para tratar el agua residual, se diseñó un imán utilizando
la Ecuación 5 (Lim, Yeap y Low; 2014).
97
𝐵𝑥 =
𝐵𝑟
2
[
𝑥 + 𝐿
√(𝐿 + 𝑥)2 + 𝑅2
−
𝑥
√𝑥2 + 𝑅2
] 𝑬𝒄𝒖𝒂𝒄𝒊ó𝒏 𝟓
Donde:
R= radio del imán
L= longitud del imán
Br= remanencia del imán
x= distancia de separación
Bx= campo magnético = 0,0028 Tesla (Lim, Yeap y Low; 2014)
Debido a que la fuente externa se colocará debajo del tanque con agitación
mecánica se duplico el campo magnético 0,00567 Tesla. Además, las dimensiones
del imán se obtuvieron iterando en la Ecuación antes mencionada.
𝐵𝑥 =
0,8
2
[
4 + 𝐿
√(𝐿 + 4)2 + 𝑅2
−
4
√𝑥2 + 42
]
𝐵𝑥 =
0,8
2
[
4 + 1,41
√(1,41 + 1,04)2 + 𝑅2
−
4
√42 + 1,042
]
𝐵𝑥 = 0,00567 𝑇𝑒𝑠𝑙𝑎
R= 1,04 m L= 1,41 m
Debido a que las dimensiones de diseño, se recomienda adquirir un imán
eléctrico.
98
Conclusiones
• La cuenca del río Machángara presentó: temp 17,02 °C; pH 7,06;
conductividad eléctrica 760,96 µS/cm fuera del límite máximo admisible. En
cuanto a SST: 72,88 mg/L; SDT: 495,47 mg/L; ST: 568,35 mg/L: y sólidos
sedimentables 2,58 mL/L y turbidez 83,43 NTU. Presenta 56,98 mg/L de Cl-;
156,73 mg/L NO-3; 57,03 mg/L SO4-2 y 11,24 mg/L PO4-3. Se determinaron
concentraciones de metales fuera del límite máx: 0,052 mg/L de Cu; 0,35
mg/L de Ni y dentro del límite permisible: 0,008 mg/L Zn y 0,134 mg/L Fe.
• Se determinaron concentraciones de CBZ en todos los puntos de muestreo a
lo largo del río Machángara tales como: T1 0,05; T3 0,121; T4 0,1154; T5
0,1043; T8 0,1192; T9 0,1052 y T10 0,1171 mg/L. Los puntos T6 y T7 se
encuentran fuera del rango de la curva de calibración.
• Se determinaron concentraciones de DCF en los puntos: T1 48,0525 mg/L;
T2 14,0406 mg/L; T3 9,3184 mg/L; T4 10,4766 mg/L; T5 10,9610 mg/L; T6
11,6047 mg/L; T7 12,8973 mg/L, T8 11,6722 mg/L; T9 10,5852 y el punto
T10 se encuentra sobre el límite de detección del equipo.
• La mejor alternativa de degradación de fármacos mediante el uso de
nanocompósitos de Ag, Pd y MoS2, se presentó con MoS2/rGO obteniéndose
una remoción del 99,94 % para el DCF y del 84,14 % para la CBZ a un pH de
4 con luz solar natural y una concentración de 3 mg/L.
• La cinética de degradación con MoS2/rGO tanto para la CBZ y el DCF se
ajustan a modelos de primer orden con velocidades de reacción de 0,0205
min-1 y 0,0925 min-1 respectivamente.
• El diseño de la fase de retención se podrá implementar al final de la línea de
tratamientos de una PTAR. La cual contaría con dos tanques con agitación
de acero AISI 304 con un t de retención de 45 min y un imán eléctrico en el
fondo para la posterior separación de los nanocompósitos del agua tratada.
99
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